Diese Arbeit wurde durch das OD Grant R24OD031956 des NIH unterstützt. Wir danken Samantha Jalbert, Jill Ralston und Cora Anderson für ihre Hilfe und Unterstützung sowie unseren Redakteuren und anonymen Peer-Reviewern für ihr hilfreiches Feedback

Alle Versuche wurden in Übereinstimmung mit den Regeln und Vorschriften der Harvard Medical School IACUC (Institutional Animal Care and Use Committee) (IS 00001365_3) durchgeführt. Die repräsentativen Ergebnisse sind sowohl für ein perfundiertes als auch für ein nicht durchblutetes reifes Albino-Männchen Xenopus laevis dargestellt.
1. Experimentelle Vorbereitung 
HINWEIS: Wenn vor der Probenahme das Perfusionsprotokoll8 befolgt wird, fahren Sie mit Schritt 2.2 fort.
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass die Forschungseinrichtung die in diesem Protokoll beschriebene Euthanasietechnik genehmigt hat.</li>
	<li>Eine Lösung aus 5 g/l MS-222 (Tricain-Methansulfonat) und 5 g/l Natriumbicarbonat (siehe Materialtabelle) herstellen. Das Volumen muss größer sein als das Volumen, das erforderlich ist, um die einzuschläfernden Tiere vollständig abzudecken. Überprüfen Sie den pH-Wert, um sicherzustellen, dass er ≥7 beträgt.</li>
	<li>Führen Sie eine primäre Sterbehilfe durch, indem Sie den Xenopus in die Euthanasielösung legen; Das Tier bleibt insgesamt 1 h unter Wasser.</li>
	<li>Richten Sie die Präparierstation so ein, dass alle Gewebe unmittelbar nach der Probenahme in gekühltem PBS oder 0,7x PBS9 (je nach experimentellem Bedarf) gespült, kontrolliert und unter einem Licht mit 5-facher (oder mehr) Vergrößerung getrimmt werden können. Diese Station muss es dem Benutzer auch ermöglichen, entweder alle Zangen und Scheren auszutauschen oder sie zwischen den Anwendungen sauber zu wischen.</li>
	<li>Sobald sich der Frosch 1 h in der Lösung befunden hat, ist die primäre Sterbehilfe abgeschlossen. Entfernen Sie den Frosch und überprüfen Sie den Verlust der Schmerzreaktion, indem Sie einen Fuß kneifen.</li>
	<li>Notieren Sie die entsprechenden Details für das Tier, wie z. B. Art, Stamm, Geschlecht, Alter und Gesundheitszustand sowie ob es perfundiert wurde. Wiegen Sie den Xenopus und nehmen Sie zusätzliche Messungen vor, wie z. B. die Länge der Schnauze.</li>
	<li>Setzen Sie den Frosch auf den Rücken und stecken Sie die Gliedmaßen proximal zum Körper fest (Abbildung 1).</li>
	<li>Schneide mit einer Präparierschere durch die Haut, die Mittellinie hinauf und dann seitlich, wobei du zwei Laschen machst.</li>
	<li>Identifizieren Sie in Abbildung 2 die Linea alba und greifen Sie sie mit einer Pinzette und ziehen Sie sie aus der Zölomhöhle weg. Die Muskulatur vorsichtig mit einer Schere durchschneiden. Machen Sie zwei Laschen aus der Hohlwand. Schneiden oder stecken Sie alle Laschen aus dem Weg.</li>
	<li>Identifiziere das Herz, das noch schlagen wird. Verwenden Sie eine Präparierschere, um die Coracoidknochen zu verkleinern (Abbildung 2), um einen besseren Zugang zum Herzen zu erhalten. HINWEIS: Wenn das Herz vor der Probenahme aufgehört hat zu schlagen, ist zu beachten, dass die Frische der Probe beeinträchtigt wurde.</li>
</ol>2. Probenahme
HINWEIS: Wenn das Tier durchblutet wurde, fahren Sie mit Schritt 2.2 fort.
<ol><li>Identifizieren Sie das dünne Perikard und ziehen Sie es mit einer Gewebezange straff (Abbildung 3).</li>
	<li>Perforieren Sie das Perikard vorsichtig mit der Spitze der Iridektomieschere und achten Sie darauf, das darunter liegende Gewebe nicht zu durchtrennen. Schälen Sie das Perikard von den 3 Kammern des Herzens ab.</li>
	<li>Fassen Sie den Ventrikel mit einer Pinzette an der Spitze, identifizieren Sie, wo er an den Ohrmuscheln und dem arteriellen Stamm befestigt ist (Abbildung 4) und schneiden Sie ihn unterhalb dieser Ansätze ab (Abbildung 5). Trimmen Sie den Ventrikel bei Bedarf so, dass kein Gewebe aus den Ohrmuscheln oder dem arteriellen Stamm sichtbar ist und im Inneren des Ventrikels noch helles Klappengewebe sichtbar ist. HINWEIS: Bei nicht durchbluteten Tieren kann die Entfernung des Ventrikels als sekundäre Euthanasie eingestuft werden.</li>
	<li>Die 3 Leberlappen sind sichtbar (Abbildung 6 und Abbildung 7). Fassen Sie die Lippe des linken Lappens (rechts des Betrachters) und heben Sie sie vorsichtig an, so dass die Leber- und Zystengänge sichtbar sind (Abbildung 8). Nehmen Sie Proben aus dem unteren 1/3 des Lappens unterhalb dieser Aufsätze (Abbildung 9).</li>
	<li>Um einen besseren Zugang zum Gewebe eines weiblichen Frosches zu erhalten, ist es hilfreich, den Eierstock zu entfernen. Identifizieren Sie den Eierstock, der von einer Schicht viszeralem Peritoneum umhüllt ist, die als Keimepithel bezeichnet wird. Verschieben Sie die Lappen vorsichtig, bis sie auf den jeweiligen Seiten liegen, um den Bereich der Befestigung sichtbar zu machen (Abbildung 10). Diese Ansätze befinden sich direkt ventral der paarigen Niere.</li>
	<li>Entfernen Sie mit einer Schere die Eierstöcke so nah wie möglich an den Nieren, ohne sie zu beschädigen (Abbildung 11).</li>
	<li>Untersuchen Sie den Mediallappen (auch Frontlappen genannt) der Leber und beachten Sie, wie er durch das Mesenterium und den Ductus hepatopancreaticum (auch gemeinsamer Gallengang genannt) mit dem Magen und dem Zwölffingerdarm verbunden ist (Abbildung 6, Abbildung 7 und Abbildung 8).</li>
	<li>Durchtrennen Sie das Mesenterium, das Ligamentum hepatoduodenalis mit einer Iridektomieschere sowie den Gang hepatopankreaticus an der Stelle, an der er auf den Zwölffingerdarm trifft. Die Verbindung der Bauchspeicheldrüse und des Ductus hepatopancreaticus mit dem Mediallappen der Leber wird durchtrennt, so dass kein dunkles Lebergewebe anhaftet (Abbildung 12).</li>
	<li>Fassen Sie den Magen mit einer Zahnzange und das obere Ende der Bauchspeicheldrüse mit einer Gewebezange. Bei 5-facher Vergrößerung die Bauchspeicheldrüse vorsichtig vom Magen abziehen (Abbildung 13). HINWEIS: Wenn es sich nicht sauber löst, ist das verbleibende Pankreasgewebe sichtbar und kann in Fragmenten abgerissen werden. Alternativ kann die Bauchspeicheldrüse methodisch mit einer Iridektomieschere und einer Gewebezange abgelöst werden.</li>
	<li>Identifizieren Sie in Abbildung 14A die Harnblase und entfernen Sie sie, indem Sie so nah wie möglich an der Kloake schneiden. Entsorgen Sie dieses Taschentuch.</li>
	<li>Identifizieren Sie in Abbildung 14B den Dickdarm und ziehen Sie ihn straff, um den Dickdarm so nah wie möglich an der Kloake zu durchtrennen. Entfernen und entsorgen Sie den gesamten Verdauungskanal, indem Sie das Bauchfell durchtrennen, wo es an der Milz befestigt ist. Die Fettkörper werden nun vollständig zugänglich sein.</li>
	<li>Toupieren Sie die Fettkörper auseinander, so dass sie auf den jeweiligen Seiten liegen. Der Bereich über der Niere, wo der Fettkörper mit dem Bauchfell verbunden ist, wird sichtbar sein. Fassen Sie die Basis des linken Fettkörpers (rechts des Betrachters) und schneiden Sie ihn mit einer Schere vom Bauchfell ab, wobei Sie einen kleinen Rand lassen, damit die Niere nicht beschädigt wird (Abbildung 15).</li>
	<li>Entfernen Sie den restlichen Fettkörper und entsorgen Sie ihn. Die gekoppelten Nieren sind nun vollständig sichtbar.</li>
	<li>Bei weiblichen Fröschen oder Männchen mit ausgeprägten verkümmerten Eileitern fassen Sie einen Eileiter und ziehen ihn von der Niere und der Kloake weg (Abbildung 16). Schneide den Eileiter an der Stelle, an der er auf die Kloake trifft, und ziehe ihn weiter von der Niere weg, wobei du alle durchsichtigen Peritonealansätze durchtrennst, sobald sie sichtbar werden. Entsorgen Sie dieses Taschentuch.</li>
	<li>Wiederholen Sie diesen Vorgang mit dem restlichen Eileiter.</li>
	<li>Die Nieren sind noch mit klarem Peritoneum (retroperitoneal)10 bedeckt. Fassen Sie die Nieren mit einer Zange und durchtrennen Sie das Bauchfell an ihrem unteren Ende.</li>
	<li>Heben Sie die Nieren aus der Zölomhöhle und durchtrennen Sie das Peritoneum mit einer Schere so nah wie möglich an den Nieren, ohne sie zu beschädigen (Abbildung 17).</li>
	<li>Schneiden Sie bei 5-facher Vergrößerung überschüssiges Bauchfell und anderes restliches Gewebe (Fettkörper, Milz) weg. Wenn es sich bei dem Frosch um ein Weibchen handelt, stellen Sie sicher, dass das restliche Eierstockgewebe entfernt wird (Abbildung 18). Wenn es sich um einen männlichen Frosch handelt, entfernen Sie vorsichtig den Hoden und suchen Sie nach einem verkümmerten Eileiter, der ohne Vergrößerung möglicherweise nicht sichtbar ist (Abbildung 19).</li>
	<li>Entfernen Sie die Stifte vom Tier, drehen Sie es auf sein Ventral und stecken Sie die Gliedmaßen des Tieres wieder fest.</li>
	<li>Wählen Sie eine der hinteren Gliedmaßen aus, aus denen die Probe entnommen werden soll, und stecken Sie den Fuß dieser Gliedmaße fest.</li>
	<li>Entfernen Sie einen mandelförmigen Hautlappen über dem Gastrocnemius/Tibiofibula (Abbildung 20).</li>
</ol>

Standardisiertes Dissektions- und Probenahmeprotokoll für adulte Xenopus-Organe

<ol>
	<li>Porro, L. B., Richards, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+dissection+of+the+model+organism+Xenopus+laevis+using+contrast-enhanced+computed+tomography.">Digital dissection of the model organism Xenopus laevis using contrast-enhanced computed tomography.</a> J Anat. 231 (2), 169-191 (2017).</li><li>Ruehl-Fehlert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55 (23), 91-106 (2003).</li><li>Kittel, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. 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Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen bestehen.

Da dieses Protokoll darauf abzielt, die Frische zu maximieren, können einige Proben unerwünschtes Gewebe enthalten. Zum Beispiel werden der Ductus hepatopankreaticus und einige Mesenterien mit der Bauchspeicheldrüse entnommen, und etwas Peritonealgewebe, Nebennieren und Harnleiter werden immer mit den paarigen Nieren entnommen.  Wenn die Frische keine Rolle spielt, kann mit modifizierten Techniken eine genauere Probenahme erreicht werden.
Das Aussehen und die Lage der Organe sind zwischen Geschlechtern und Arten von Xenopus vergleichbar. Die Farbe des Gewebes variiert jedoch erheblich, je nachdem, ob die Tiere perfundiert wurden oder nicht. Aus diesem Grund werden sowohl Bilder von durchbluteten als auch von nicht durchbluteten Tieren aufgenommen.
Eine Einschränkung dieses Protokolls besteht darin, dass Geschwindigkeit und Reproduzierbarkeit Vorrang vor der Entnahme von Proben haben, die die Gesamtheit des gewünschten Gewebes am besten repräsentieren. Zum Beispiel kann der hier entnommene Abschnitt des linken Leberlappens nicht alle drei Lappen des Lebergewebes adäquat darstellen. Wenn es Fehler bei der Probenahme gibt, werden die Optionen zur Fehlerbehebung durch das Potenzial für Variationen zwischen verschiedenen Gewebeabschnitten beeinträchtigt. Zum Beispiel ist nicht bekannt, ob der rechte Leberlappen, der rechte Fettkörper oder ein anderer Teil der Haut funktionelle Alternativen zu den gewünschten Geweben wären. In diesen Fällen sollte auf der Grundlage der Erfordernisse der Forschung Diskretion walten gelassen werden, bevor Gewebeabschnitte ersetzt werden.
Eine weitere Einschränkung dieses Protokolls besteht darin, dass die Organe in der Zölomhöhle möglicherweise nicht wie hier beschrieben aussehen, wenn die zu beprobenden Tiere drastische anatomische Defekte oder klinisch signifikante gesundheitliche Probleme aufweisen. Granulome wurden im Gewebe von Fröschen gefunden, die mit Mycobacterium spp. infiziert waren11,12, und frühere Fälle von ovariellem Hyperstimulationssyndrom scheinen zu einer abnormalen Präsentation der Organe zu führen13.
Obwohl diese Methode für Labor-Xenopus entwickelt wurde, gibt es signifikante Ähnlichkeiten im Aussehen dieser Organe bei vielen nicht-caecilianischen Amphibien und gliedrigen Reptilien14. Der Probenahmeteil dieses Protokolls könnte leicht für andere Modelle, wie z.B. Axolotl oder die grüne Anol, modifiziert werden.

Obwohl die "digitale Dissektion" von adultem Xenopus" verfügbar ist1, bleibt die replizierbare Organ- und Gewebeentnahme von adultem Xenopus ohne die detaillierte Anleitung, die für andere adulte Modelle (z. B. Mäuse 2,3,4) verfügbar ist, eine Herausforderung. Dieser Artikel zielt darauf ab, eine klare Anleitung für eine genaue und replizierbare Organprobenahme von adulten Xenopus zu geben, ähnlich wie sie derzeit für ihre Larven verfügbar ist5. Der Schwerpunkt liegt auf der einfachen Vervollständigung, um maximale Aktualität zu erhalten und das Protokoll für alle Benutzer zugänglich zu machen.
Obwohl es eine gründliche Sezieranleitung für Rana sp.6 sowie zahlreiche Präparieranleitungen für andere Anurans7 gibt, ist derzeit keine Xenopus-Präparier- und Probenahmeanleitung verfügbar. Für diejenigen, die mit den Probenahmepraktiken oder der Anatomie von Amphibien nicht vertraut sind, machen die kleinen Unterschiede zwischen Xenopus und anderen Anuren diese Ressourcen suboptimal für replizierbare Gewebeproben.
Viele wertvolle Gewebe sind nicht enthalten und werden in diesem Leitfaden sogar verworfen; Dies dient dazu, die Frische des Gewebes zu gewährleisten. Sechs Proben sind begrenzt genug, um sicherzustellen, dass diese Gewebe in weniger als einer Stunde nach Beginn des Herzschlags entnommen werden können, unabhängig von der Erfahrung oder dem Können des Benutzers. Fortgeschrittenere und detailliertere Anleitungen zum Sammeln vieler anderer Taschentücher sind als separate Begleitpapiere in Vorbereitung.
Für weniger erfahrene Anwender wird immer empfohlen, dieses Protokoll zuerst an Tieren zu versuchen, die aus anderen Gründen als Experimenten euthanasiert werden, bevor Tiere entnommen werden, die schwer zu ersetzen sind (z. B. Transgene, Tiere fortgeschrittenen Alters usw.). Im Idealfall sind alle beprobten Tiere gesund und, wenn es sich um weibliche Tiere handelt, in den letzten zwei Wochen keinen Eisprung gehabt.

<table><tbody><tr><td>5x Magnifying Glass with LED Light and Stand</td><td>amazon.com</td><td>B08QJ6J8P1</td><td>light must not produce heat</td></tr><tr><td>Disposable Transfer Pipets</td><td>VWR</td><td>414004-036</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Fine-Pointed Forceps</td><td>Fisher Scinetific</td><td>08-875</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting scissors sharp piont, straight 6.5&quot;</td><td>VWR</td><td>76457-374</td><td></td></tr><tr><td>Dissection Tray</td><td>Fisher Scinetific</td><td>14-370-284</td><td>styrofoam sheets are an acceptable alternative</td></tr><tr><td>Euthanasia container</td><td>US Plastic&amp;nbsp;</td><td>Item&amp;nbsp;2860</td><td>alternative opaque containers acceptable</td></tr><tr><td>Euthanasia container lid</td><td>US Plastic&amp;nbsp;</td><td>Item&amp;nbsp;3047</td><td></td></tr><tr><td>Iridectomy Scissors 6&quot;</td><td>vwr</td><td>470018-938</td><td>iris scissors are an acceptable alternative</td></tr><tr><td>MS-222: Syncaine (formerly tricaine)</td><td>Pentair AES</td><td>TRS1</td><td></td></tr><tr><td>PBS 1x</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate, Powder, USP</td><td>Fisher Scientific</td><td>18-606-333</td><td></td></tr><tr><td>Specimen Forceps, Serrated</td><td>VWR</td><td>82027-442</td><td></td></tr><tr><td>T-Pins for Dissecting</td><td>Fisher Scinetific</td><td>S99385</td><td></td></tr></tbody></table>

techniques for rapidly sampling six crucial organs in adult xenopus

Xenopus ist seit über hundert Jahren ein leistungsfähiger Modellorganismus für das Verständnis der Entwicklung und Krankheit von Wirbeltieren. Während die experimentelle Analyse und die Präparierungstechniken des Embryos gut dokumentiert sind, wurden die Beschreibungen der adulten Xenopus-Strukturen und -Organe sowie die Techniken für die Arbeit mit adulten Embryonen nicht aktualisiert, um den Anforderungen moderner Ansätze wie der quantitativen Proteomik und der Einzelzell-Transkriptomik Rechnung zu tragen. Die zelltyp- und genzentrierte Perspektive erfordert einen Kontrast zu Beobachtungen in embryonalen Stadien und in adulten Geweben. Die Organe der Larve erleiden signifikante Veränderungen in ihrer Gesamtstruktur, Morphologie und anatomischen Lage während des Übergangs von der Larve zum Erwachsenen, vor allem während des massiven Metamorphose-Umbaus. Die Etablierung robuster Standards für die Identifizierung und Dissektion von Organen ist von entscheidender Bedeutung, um sicherzustellen, dass die Datensätze, die aus Studien stammen, die in verschiedenen Labors durchgeführt wurden, konsistent sind. Das vorliegende Protokoll identifiziert sechs der Organe im adulten Xenopus und demonstriert Verfahren zur Dissektion und Probenahme des Herzventrikels, der Leber, des Fettkörpers, der Bauchspeicheldrüse, der paarigen Niere und der Haut des adulten Xenopus. Abhängig von den Konservierungsmethoden können die präparierten Organe für die quantitative Proteomik, Einzelzell-/Kern-Transkriptomik, in situ Hybridisierung, Immunhistochemie, Histologie usw. verwendet werden. Dieses Protokoll zielt darauf ab, die Gewebeentnahme zu standardisieren und Untersuchungen der adulten Organsysteme in mehreren Laboren zu erleichtern.

Unter Verwendung von Abbildung 1 bis Abbildung 20 und unter Befolgung aller Schritte dieses Protokolls wurden der Herzventrikel, der linke Leberlappen, die Bauchspeicheldrüse, die linken Fettkörper, die paarigen Nieren und ein Hautlappen innerhalb einer Stunde nach der Euthanasie sauber herausgeschnitten. Innerhalb dieser Zeit werden die Proben gespült und getrimmt, so dass sie erscheinen, wie in Abbildung 21 gezeigt.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig1.JPG"> Abbildung 1: Angehefteter Xenopus. Ein ausgewachsenes Weibchen X. tropicalis steckt durch jedes Glied. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig1large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig2.jpg"> Abbildung 2: Bauchdecke. Die Bauchhaut eines X . tropicalis-Weibchens ist in Lappen geschnitten, wodurch die Linea alba und die Coracoideusknochen sichtbar werden. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig3.JPG"> Abbildung 3: Perikard umschlossenes Herz. Die Spitze des Herzventrikels wird durch das Perikard gegriffen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig3large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig4.JPG"> Abbildung 4: Herzventrikel und arterieller Trunc. Der Ventrikel eines perfundierten X laevis wird gegriffen und zeigt seine Befestigung am Arterienstamm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig4large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig5.JPG"> Abbildung 5: Herzdiagramm. Ein Diagramm der relevanten Strukturen des Herzens mit einer gestrichelten Linie, die angibt, wo die Probe des Ventrikels entnommen werden soll. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig5large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig6.JPG"> Abbildung 6: Hepatopankreasdiagramm. Ein Diagramm der 3 Lappen der Leber, der Bauchspeicheldrüse und der zugehörigen Organe. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig6large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig7.JPG"> Abbildung 7: Hepatopankreasorgane. Ein durchblutetes Albino X. laevis-Männchen mit 3 Leberlappen, Bauchspeicheldrüse und zugehörigen Organen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig7large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig8.JPG"> Abbildung 8: Zystische und hepatische Gänge. Der linke Leberlappen wird angehoben, um die zystischen und hepatischen Gänge bei perfundierten X. laevis zu zeigen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig8large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig9.JPG"> Abbildung 9: Leberprobenahme. Der linke Leberlappen eines nicht durchbluteten X. tropicalis wird unter den Ansätzen der Lebergänge durchtrennt. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig9large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig10.JPG"> Abbildung 10: Ansatz der Eierstöcke. Mit den Eierstocklappen auf ihren jeweiligen Seiten ist die Kontinuität des Keimepithels zur Peritonealwand (über den Nieren) sichtbar. Zwei weiße gestrichelte Linien zeigen an, wo diese Anhänge durchtrennt werden sollen.  <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig10large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig11.JPG"> Abbildung 11: Entfernung der Eierstöcke. Der Eierstock einer nicht perfundierten X. laevis wird von den paarigen Nieren weggezogen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig11large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig12.JPG"> Abbildung 12: Mesenterienschnitte. Die Zölomhöhle eines nicht perfundierten X. laevis nach der Probenahme des Herzventrikels und des linken Leberlappens sowie der Entfernung des Eierstocks. Eine weiße gestrichelte Linie zeigt an, wo das hepatopankreatische Band und der Ductus durchtrennt werden sollen, während eine grüne gestrichelte Linie anzeigt, wo die Bauchspeicheldrüse vom Mediallappen der Leber durchtrennt werden soll. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig12large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 13" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig13.jpg"> Abbildung 13: Probenahme der Bauchspeicheldrüse. Die Bauchspeicheldrüse eines nicht durchbluteten X. laevis wird vom Magen abgerissen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig13large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 14" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig14.JPG"> Abbildung 14: Organentnahme. (A) Die Harnblase eines nicht durchbluteten X. laevis wird von der Kloake weggezogen, wobei eine gestrichelte Linie anzeigt, wo sie geschnitten werden soll. (B) Der Dickdarm eines nicht durchbluteten X. laevis wird von der Kloake weggezogen, wobei eine gestrichelte Linie anzeigt, wo er durchtrennt werden soll. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig14large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 15" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig15.JPG"> Abbildung 15: Fett-Körper-Probenahme. Die Fettkörper, die am oberen Ende der gekoppelten Nieren am Peritoneum befestigt sind, werden aus der Zölomhöhle gezogen, wobei eine gestrichelte Linie zeigt, wo sie geschnitten werden sollen. Beachten Sie, dass dieses Männchen X. tropicalis neben diesem Ansatz 1 Hoden sowie ein Paar unterschiedlicher verkümmerter Eileiter hat. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig15large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 16" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig16.JPG"> Abbildung 16: Entfernung des Eileiters. Der Eileiter einer perfundierten X. laevis wird von der paarigen Niere weggezogen, wodurch das klare Peritoneum sichtbar wird. Eine gestrichelte Linie zeigt an, wo das Bauchfell eingeschnitten werden soll. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig16large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 17" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig17.JPG"> Abbildung 17: Nierenprobenahme. Die paarigen Nieren eines nicht perfundierten X. laevis werden aus der Zölomhöhle gehoben. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig17large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 18" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig18.jpg"> Abbildung 18: Nierentrimmung. (A) Eine ventrale Ansicht einer nicht durchbluteten weiblichen Paarniere von X. laevis mit angeschlossenen Peritonealorganen. (B) Dieselbe Niere mit entfernten zugehörigen Organen, aber mit etwas Peritonealgewebe. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig18large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 19" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig19.JPG"> Abbildung 19: Entfernung der Hoden. Die paarigen Nieren von nicht durchbluteten X. tropicalis , bei denen ein Hoden entfernt wurde. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig19large.JPG" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 20" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig20.jpg"> Abbildung 20: Hautprobenahme. (A) Das rechte Bein eines X. tropicalis mit einer gestrichelten Linie, die den zu beprobenden Hautbereich angibt. (B) Das rechte Bein eines X. tropicalis mit einer Hautprobe, die über dem Tibiofibula entnommen wurde. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig20large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 21" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66489/66489fig21.jpg"> Abbildung 21: Repräsentative Ergebnisse der Organentnahme. Proben von Herzventrikel, Leber, Bauchspeicheldrüse, Fettkörper, paariger Niere und Haut von einem perfundierten und nicht durchbluteten Albino X. laevis. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/66489/66489fig21large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Autor im Rampenlicht: Standardisierung der Gewebeprobenahme in der Proteomik und Immunchemie

Dieser Artikel stellt einen Leitfaden für die Probenahme von sechs wichtigen und unterschiedlichen Organen bei erwachsenen Xenopus vor, auf die schnell und einfach zugegriffen werden kann: Herzventrikel, Leberlappen, Bauchspeicheldrüse, Fettkörper, paarige Nieren und Haut.

Techniken zur schnellen Probenahme von sechs wichtigen Organen bei erwachsenen Xenopus

Xenopus has been a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease for over a hundred years. While experimental analysis and ...

Vor dieser Arbeit habe ich ein Protokoll für die schnelle Perfusion von Amphibien entwickelt. Dieses Protokoll sollte vor der Probenahme für Forschungszwecke wie Proteomik und Immunchemie verwendet werden, bei denen das Vorhandensein übermäßiger Blutmengen im Gewebe unerwünscht ist. Obwohl es viele Diagramme und andere Hilfsmittel gibt, gibt es derzeit keine umfassenden Anleitungen, wie Gewebe aus adultem Xenopus schnell und zuverlässig präpariert werden kann.Wir hoffen, dass standardisierte Probenahmetechniken es Laboren ermöglichen werden, Gewebe einfach auszutauschen. Dies ist besonders vorteilhaft in Situationen, in denen der Import und Export von Tieren aufgrund von Bedenken hinsichtlich der Biosicherheit oder Versandbeschränkungen nicht möglich ist.

techniques-for-rapidly-sampling-six-crucial-organs-in-adult-xenopus

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Techniques for Rapidly Sampling Six Crucial Organs in Adult Xenopus

831 Aufrufe.  Harvard Medical School. Vor dieser Arbeit habe ich ein Protokoll für die schnelle Perfusion von Amphibien entwickelt. Dieses Protokoll sollte vor der Probenahme für Forschungszwecke wie Proteomik und Immunchemie verwendet werden, bei denen das Vorhandensein übermäßiger Blutmengen im Gewebe unerwünscht ist. Obwohl es viele Diagramme und andere Hilfsmittel gibt, gibt es derzeit keine umfassenden Anleitungen, wie Gewebe aus adultem Xenopus schnell und zuverlässig präpariert werden kann.Wir hoffen, dass s...

Serie: Autor im Rampenlicht: Standardisierung der Gewebeprobenahme in der Proteomik und Immunchemie

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent. These cells can be isolated, and programmed to generate various tissues through manipulation of genes expression or induction by morphogens. In this manuscript protocols are described for the use of Xenopus laevis blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development. These protocols allow the investigation of fate acquisition, cell migration behaviors, and cell autonomous and non-autonomous properties. The blastocoel roof explants can be cultured in a serum-free defined medium and grafted into host embryos. This transplantation into an embryo allows the investigation of the long-term lineage commitment, the inductive properties, and the behavior of transplanted cells in vivo. These assays can be exploited to investigate molecular mechanisms, cellular processes and gene regulatory networks underlying neural development. In the context of regenerative medicine, these assays provide a means to generate neural-derived cell types in vitro that could be used in drug screening.

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

In Xenopus embryos, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent and can be programmed to generate various tissues. Here, we describe protocols to use amphibian blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development.

Stammzell-ähnlichen<em&gt; Xenopus</em&gt; Embryonale Explantate bis Früh Neurale Entwicklungs- Eigenschaften Studieren<em&gt; In-vitro-</em&gt; Und<em&gt; In-vivo-</em

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus embryos are large, develop externally, and can be easily manipulated by microinjection or surgical procedures. In addition, fate maps have been established for early Xenopus embryos. Targeted microinjection into the individual blastomere that will eventually give rise to an organ or tissue of interest can be used to selectively overexpress or knock down gene expression within this restricted region, decreasing secondary effects in the rest of the developing embryo. In this protocol, we describe how to utilize established Xenopus fate maps to target the developing Xenopus kidney (the pronephros), through microinjection into specific blastomere of 4- and 8-cell embryos. Injection of lineage tracers allows verification of the specific targeting of the injection. After embryos have developed to stage 38 - 40, whole-mount immunostaining is used to visualize pronephric development, and the contribution by targeted cells to the pronephros can be assessed. The same technique can be adapted to target other tissue types in addition to the pronephros.

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

Here, we present a protocol to use fate maps and lineage tracers to target injections into individual blastomeres that give rise to the kidney of Xenopus laevis embryos.

Technik auf Zielmikroinjektions an die Entwicklungs<em&gt; Xenopus</em&gt; Kidney

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus ...

Visualization and Quantitative Analysis of Embryonic Angiogenesis in Xenopus tropicalis

Blood vessels supply oxygen and nutrients throughout the body, and the formation of the vascular network is under tight developmental control. The efficient in vivo visualization of blood vessels and the reliable quantification of their complexity are key to understanding the biology and disease of the vascular network. Here, we provide a detailed method to visualize blood vessels with a commercially available fluorescent dye, human plasma acetylated low density lipoprotein DiI complex (DiI-AcLDL), and to quantify their complexity in Xenopus tropicalis. Blood vessels can be labeled by a simple injection of DiI-AcLDL into the beating heart of an embryo, and blood vessels in the entire embryo can be imaged in live or fixed embryos. Combined with gene perturbation by the targeted microinjection of nucleic acids and/or the bath application of pharmacological reagents, the roles of a gene or of a signaling pathway on vascular development can be investigated within one week without resorting to sophisticated genetically engineered animals. Because of the well-defined venous system of Xenopus and its stereotypic angiogenesis, the sprouting of pre-existing vessels, vessel complexity can be quantified efficiently after perturbation experiments. This relatively simple protocol should serve as an easily accessible tool in diverse fields of cardiovascular research.

Visualization and Quantitative Analysis of Embryonic Angiogenesis in Xenopus tropicalis

This protocol demonstrates a fluorescence-based method to visualize the vasculature and to quantify its complexity in Xenopus tropicalis. Blood vessels can be imaged minutes after the injection of a fluorescent dye into the beating heart of an embryo after genetic and/or pharmacological manipulations to study cardiovascular development in vivo.

Visualisierung und quantitative Analyse der embryonalen Angiogenese in<em&gt; Xenopus tropicalis</em

Blood vessels supply oxygen and nutrients throughout the body, and the formation of the vascular network is under tight developmental control. The ...

Microprobe Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry for Single-cell Metabolomics in Live Frog (Xenopus laevis) Embryos

The quantification of small molecules in single cells raises new potentials for better understanding the basic processes that underlie embryonic development. To enable single-cell investigations directly in live embryos, new analytical approaches are needed, particularly those that are sensitive, selective, quantitative, robust, and scalable to different cell sizes. Here, we present a protocol that enables the in situ analysis of metabolism in single cells in freely developing embryos of the South African clawed frog (Xenopus laevis), a powerful model in cell and developmental biology. This approach uses a capillary microprobe to aspirate a defined portion from single identified cells in the embryo, leaving neighboring cells intact for subsequent analysis. The collected cell content is analyzed by a microscale capillary electrophoresis electrospray ionization (CE-ESI) interface coupled to a high-resolution tandem mass spectrometer. This approach is scalable to various cell sizes and compatible with the complex three-dimensional structure of the developing embryo. As an example, we demonstrate that microprobe single-cell CE-ESI-MS enables the elucidation of metabolic cell heterogeneity that unfolds as a progenitor cell gives rise to descendants during development of the embryo. Besides cell and developmental biology, the single-cell analysis protocols described here are amenable to other cell sizes, cell types, or animal models.

Microprobe Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry for Single-cell Metabolomics in Live Frog Xenopus laevis Embryos

We describe steps that enable fast in situ sampling of a small portion of an individual cell with high precision and minimal invasion using capillary-based micro-sampling, to facilitate chemical characterization of a snapshot of metabolic activity in live embryos using a custom-built single cell capillary electrophoresis and mass spectrometry platform.

Mikrosonde Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry für einzellige Metabolomik in Live-Frosch (Xenopus Laevis) Embryonen

The quantification of small molecules in single cells raises new potentials for better understanding the basic processes that underlie embryonic ...

Chemie

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Gleichzeitige Pre-und Post-synaptischen Elektrophysiologische Aufnahme von<em&gt; Xenopus</em&gt; Nerv-Muskel-Co-Kulturen

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Neurowissenschaften

Assessing Primary Neurogenesis in Xenopus Embryos Using Immunostaining

Primary neurogenesis is a dynamic and complex process during embryonic development that sets up the initial layout of the central nervous system. During this process, a portion of neural stem cells undergo differentiation and give rise to the first populations of differentiated primary neurons within the nascent central nervous system. Several vertebrate model organisms have been used to explore the mechanisms of neural cell fate specification, patterning, and differentiation. Among these is the African clawed frog, Xenopus, which provides a powerful system for investigating the molecular and cellular mechanisms responsible for primary neurogenesis due to its rapid and accessible development and ease of embryological and molecular manipulations. Here, we present a convenient and rapid method to observe the different populations of neuronal cells within Xenopus central nervous system. Using antibody staining and immunofluorescence on sections of Xenopus embryos, we are able to observe the locations of neural stem cells and differentiated primary neurons during primary neurogenesis.

Assessing Primary Neurogenesis in Xenopus Embryos Using Immunostaining

This article presents a convenient and rapid method for visualizing different neuronal cell populations in the central nervous system of Xenopus embryos using immunofluorescent staining on sections.

Die Beurteilung Primäre Neurogenese in<em&gt; Xenopus</em&gt; Embryonen Immunostaining

Primary neurogenesis is a dynamic and complex process during embryonic development that sets up the initial layout of the central nervous system. During ...

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as accessibility to numerous imaging approaches, electrophysiological techniques and behavioral assays. The Xenopus tadpole olfactory system is particularly well suited to investigate the function of synapses established during normal development or reformed after injury. Here, we describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae. We outline a combination of in vivo measurements of presynaptic calcium responses in glomeruli of the olfactory bulb with olfactory-guided behavior assays. Methods can be combined with the transection of olfactory nerves to study the rewiring of synaptic connectivity. Experiments are presented using both wild-type and genetically modified animals expressing GFP reporters in central nervous system cells. Application of the approaches described to genetically modified tadpoles can be useful for unraveling the molecular bases that define vertebrate behavior.

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system in vivo. We describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae in normal rearing conditions or after injury.

Funktionsauswertung olfaktorische Wege im Leben Xenopus Kaulquappen

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as ...

The Use of Ex Vivo Whole-organ Imaging and Quantitative Tissue Histology to Determine the Bio-distribution of Fluorescently Labeled Molecules

Fluorescent labeling is a well-established process for examining the fate of labeled molecules under a variety of experimental conditions both in vitro and in vivo. Fluorescent probes are particularly useful in determining the bio-distribution of administered large molecules, where the addition of a small-molecule fluorescent label is unlikely to affect the kinetics or bio-distribution of the compound. A variety of methods exist to examine bio-distribution that vary significantly in the amount of effort required and whether the resulting measurements are fully quantitative, but using multiple methods in conjunction can provide a rapid and effective system for analyzing bio-distributions.
Ex vivo whole-organ imaging is a method that can be used to quickly compare the relative concentrations of fluorescent molecules within tissues and between multiple types of tissues or treatment groups. Using an imaging platform designed for live-animal or whole-organ imaging, fluorescence within intact tissues can be determined without further processing, saving time and labor while providing an accurate picture of the overall bio-distribution. This process is ideal in experiments attempting to determine the tissue specificity of a compound or for the comparison of multiple different compounds. Quantitative tissue histology on the other hand requires extensive further processing of tissues in order to create a quantitative measure of the labeled compounds. To accurately assess bio-distribution, all tissues of interest must be sliced, scanned, and analyzed relative to standard curves in order to make comparisons between tissues or groups. Quantitative tissue histology is the gold standard for determining absolute compound concentrations within tissues.
Here, we describe how both methods can be used together effectively to assess the ability of different administration methods and compound modifications to target and deliver fluorescently labeled molecules to the central nervous system1.

The Use of Ex Vivo Whole-organ Imaging and Quantitative Tissue Histology to Determine the Bio-distribution of Fluorescently Labeled Molecules

Ex vivo whole-organ imaging is a rapid method for determining the relative concentrations of fluorescently labeled compounds within and between tissues or treatment groups. Conversely, quantitative fluorescence histology, while more labor intensive, allows for the quantification of the absolute tissue levels of labeled molecules.

Die Verwendung von<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Whole-Orgel Imaging und Quantitative Tissue Histologie des Bio-Verteilung von fluoreszenzmarkierten Moleküle zu bestimmen

Fluorescent labeling is a well-established process for examining the fate of labeled molecules under a variety of experimental conditions both in vitro ...

Biologie

An Apical Resection Model in the Adult Xenopus tropicalis Heart

It is known that in adult mammals, the heart has lost its regenerative capacity, making heart failure one of the leading causes of death worldwide. Previous research has demonstrated the regenerative ability of the heart of the adult Xenopus tropicalis, an anuran amphibian with a diploid genome and a close evolutionary relationship with mammals. Additionally, studies have shown that following ventricular apex resection, the heart can regenerate without scarring in X. tropicalis. Consequently, these previous results suggest that X. tropicalis is an appropriate alternative vertebrate model for the study of adult heart regeneration. A surgical model of cardiac regeneration in the adult X. tropicalis is presented herein. Briefly, the frogs were anesthetized and fixed; then, a small incision was made with iridectomy scissors, penetrating the skin and pericardium. Gentle pressure was applied to the ventricle, and the apex of the ventricle was then cut out with scissors. Cardiac injury and regeneration were confirmed by histology at 7-30 days post resection (dpr). This protocol established an apical resection model in adult X. tropicalis, which&#160;can be employed to elucidate the mechanisms of adult heart regeneration.

An Apical Resection Model in the Adult Xenopus tropicalis Heart

Xenopus tropicalis is an ideal model for regenerative research as many of its organs possess a remarkable regenerative capacity. Here, we present a method for constructing a heart injury model in X. tropicalis via apex resection.

Ein apikales Resektionsmodell im adulten Xenopus tropicalis-Herzen

It is known that in adult mammals, the heart has lost its regenerative capacity, making heart failure one of the leading causes of death worldwide. ...

Medizin

Blutperfusion bei afrikanischen Krallenfröschen für die Transkriptomik und Proteomik

Effective Rapid Blood Perfusion in Xenopus

Xenopus have been powerful model organisms for understanding vertebrate development and disease for over 100 years. Here, a rapid blood perfusion protocol in Xenopus, aimed at a consistent and drastic reduction of blood within all tissues, is defined. Perfusion is carried out by inserting a needle directly into the ventricle of the heart and pumping heparinized phosphate-buffered saline (PBS) through the vascular system. The procedure can be completed in approximately 10 min per animal. The blood is dominated by a few highly abundant proteins and cell types, creating numerous issues as these proteins mask most other molecules and cell types of interest. The reproducible characterization of adult Xenopus tissues with quantitative proteomics and single-cell transcriptomics will benefit from applying this protocol prior to organ sampling. The protocols for tissue sampling are defined in companion papers. These procedures are aimed at the standardization of practices across Xenopus of different sex, age, and health status, specifically X. laevis and X. tropicalis.

Autor im Rampenlicht: Effektive schnelle Blutperfusion bei Xenopus  

Presented here is an effective rapid blood perfusion protocol to prepare tissue samples from African clawed frogs for transcriptomics and proteomics studies.

Effektive schnelle Blutdurchblutung bei Xenopus

Xenopus have been powerful model organisms for understanding vertebrate development and disease for over 100 years. Here, a rapid blood perfusion protocol ...

Techniken zur schnellen Probenahme von sechs wichtigen Organen bei erwachsenen Xenopus

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Stammzell-ähnlichen

Technik auf Zielmikroinjektions an die Entwicklungs

Visualisierung und quantitative Analyse der embryonalen Angiogenese in

Mikrosonde Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry für einzellige Metabolomik in Live-Frosch (Xenopus Laevis) Embryonen

Gleichzeitige Pre-und Post-synaptischen Elektrophysiologische Aufnahme von

Die Beurteilung Primäre Neurogenese in

Funktionsauswertung olfaktorische Wege im Leben Xenopus Kaulquappen

Die Verwendung von

Ein apikales Resektionsmodell im adulten Xenopus tropicalis-Herzen

Effektive schnelle Blutdurchblutung bei Xenopus