Diese Arbeit wurde teilweise von den National Institutes of Health unter den Vergabenummern R01NS120882, RF1NS119165 und R01NS103785 sowie der Vergabenummer AZ190017 des Verteidigungsministeriums unterstützt. Der Inhalt liegt in der alleinigen Verantwortung der Autoren und stellt nicht die offizielle Meinung der National Institutes of Health oder des Verteidigungsministeriums dar.

Die durchgeführten Experimente wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Kentucky genehmigt, und sowohl die ARRIVE- als auch die Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren wurden während der Studie befolgt.
1. Chirurgischer Aufbau
HINWEIS: Die Mäuse werden in Gruppen von 4-5 pro Käfig gehalten, die Luftfeuchtigkeit im Stallraum wird bei 43%-47% gehalten und die Temperatur wird bei 22-23 °C gehalten. Mäuse erhalten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser und werden einem 12-Stunden-/12-Stunden-Hell-Dunkel-Zyklus (7 Uhr/19 Uhr) ausgesetzt.
<ol><li>Verwenden Sie einen ausgewiesenen Operationsbereich, z. B. eine Haube oder einen speziellen Operationsraum, um die Tieroperation durchzuführen.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass der Operationsbereich ein Heizkissen, einen stereotaktischen Rahmen mit einem elektromagnetischen Impaktor und eine Anästhesiemaske zur Verabreichung von Isoflurangas enthält (siehe Abbildung 1A).</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass der Chirurg oder das an der Operation beteiligte Personal einen sauberen Laborkittel, eine Gesichtsmaske, Handschuhe und eine chirurgische Kappe trägt.</li>
	<li>Verwenden Sie sterile chirurgische Werkzeuge, sterile Applikatoren mit Wattespitze und Mullbinden. Verwenden Sie einen Heißperlensterilisator, um die Instrumente während des Tages der Operation zwischen den Mäusen zu sterilisieren.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Anästhesie-Induktionskammer, um die Maus in einem präoperativen Bereich auf die Operation vorzubereiten.</li>
	<li>Verwenden Sie Heizkissen, um die Temperatur des Tieres aufrechtzuerhalten, reinigen Sie die Mauskäfige nach der Operation und Zeitschaltuhren, um den Aufrichtungsreflex der Maus nach der Operation aufzuzeichnen.</li>
</ol>2. Eingriff vor der Operation
<ol><li>Bereiten Sie die Kopfstützvorrichtung vor (siehe Abbildung 1B).<ol><li>Entfernen Sie den gerollten Endgrat von einem 1-ml-Latexpipettenkolben (aufblasbares Ende) (siehe Abbildung 1C).</li>
		<li>Befestigen Sie die Glühbirne mit Parafilm am Schlauch (siehe Abbildung 1C).</li>
		<li>Schließen Sie den Schlauch mit einem Absperrhahn an eine 10-ml-Spritze an. Füllen Sie die Spritze mit Wasser (siehe Abbildung 1C). Anmerkungen: Der 1-ml-Latexpipettenkolben wird unter dem Kopf der Maus platziert, um die Aufprallkraft von den Ohren weg zu verlagern. Versuchen Sie, vor dem Gebrauch so viel Luft wie möglich aus der Glühbirne zu entfernen, damit die Glühbirne hauptsächlich mit Wasser und nicht mit Luft gefüllt ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Impaktor-Setup.<ol><li>Wählen Sie die 5-mm-Sondenspitze, schrauben Sie sie mit dem Kolben in der unteren Mitte des Aktuators (im Inneren des größeren Zylinders) und ziehen Sie die Sonde vorsichtig fest, ohne übermäßige Kraft aufzuwenden. Ziehen Sie die Spitze zwischen den Stößen wieder fest (siehe Abbildung 1B).</li>
		<li>Stellen Sie vor dem Einschalten des Impaktors sicher, dass sich der Ein-/Ausschalter in der mittleren Aus-Position befindet. Verbinden Sie dann das Kabel am Aktuator mit der Buchse an der Vorderseite der Impaktor-Steuerbox und das Sensorkabel mit der Buchse an der Frontplatte. Schalten Sie dann den Netzschalter auf der Rückseite ein (siehe Abbildung 1D). Anmerkungen: Der Kippschalter zum Verlängern/Einfahren muss bei Nichtgebrauch in der mittleren Aus-Position bleiben.</li>
		<li>Stellen Sie die Aufprallgeschwindigkeit ein, indem Sie den großen Knopf auf der linken Seite der Steuerbox drehen, bis eine Aufprallgeschwindigkeit von 5,0 ± 0,2 m/s auf dem Display erscheint (siehe Abbildung 1D).</li>
		<li>Stellen Sie den Verweilzähler auf 100 ms, indem Sie die Einstellräder drehen, bis die Verweildauer 0,01 anzeigt (siehe Abbildung 1D). Anmerkungen: Die Verweildauer ist die Zeit des Kontakts, bevor ein automatischer Rückzug erfolgt.</li>
		<li>Platzieren Sie den Impaktor auf einem Eisbeutel, um ein Ausdehnen des Kunststoffzylinders zu verhindern, wodurch der Zylinder verriegelt und die Bewegung des Zylinders und die Abgabe zukünftiger Stöße verhindert werden (siehe Abbildung 1E).</li>
	</ol></li>
	<li>Bereiten Sie die Maus auf die Operation vor.<ol><li>Untersuchen Sie die Maus vor der Operation visuell und schließen Sie die Maus aus der Studie aus, wenn eine der folgenden Bedingungen beobachtet wird: schlechter Fellzustand, Lethargie oder geringes Gewicht (<20 g) für eine 4 Monate alte Maus.</li>
		<li>Betäuben Sie die Maus mit 4%-5% Isofluran in 100% Sauerstoff unter Verwendung einer Induktionskammer, die auf einem Heizkissen platziert wird, für 1-2 Minuten.</li>
		<li>Rasieren Sie das Fell an der Operationsstelle mit einer elektrischen Haarschneidemaschine.</li>
		<li>Reinigen Sie den Kopf mit sterilen Alkohol-Vorbereitungspads und tragen Sie mindestens 15 Minuten vor Beginn der Operation ein topisches Betäubungsmittel auf die rasierte Kopfhaut auf.</li>
		<li>Bringen Sie die Maus vor der Operation in einen sauberen Käfig zurück. Beginnen Sie die Operation nach mindestens 15 Minuten topischer Anästhesieanwendung (Einleitungszeit). HINWEIS: Die Zeit für die Anästhesie kann je nach verwendetem Anästhetikum variieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Überprüfen Sie noch einmal, ob der stereotaktische Rahmen, der Impaktor und die digitale stereotaktische Anzeige (siehe Abbildung 1F) einsatzbereit sind.</li>
	<li>Bringen Sie die Maus mit 4%-5% Isofluran in 100%igem Sauerstoff für ca. 3 min in die Isofluran-Induktionskammer zurück.</li>
	<li>Fixieren Sie die Maus in der Kopfbühne.</li>
</ol>3. Chirurgischer Eingriff
<ol><li>Befestigen Sie die Maus im stereotaktischen Rahmen mit leichten, spitz zulaufenden Ohrbügeln aus Acetalharz, einer Beißstange und einer Mausanästhesiemaske (siehe Abbildung 1G, H). Das Isoflurangas wird mit 2%-3% in die Raumluft mit 100-200 mL/min abgegeben. Überwachen Sie die Atmung der Maus sorgfältig, um die Tiefe der Anästhesie sicherzustellen, und passen Sie die Gasmenge nach Bedarf an.</li>
	<li>Tragen Sie steriles Augengleitmittel auf die Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Kopfhaut dreimal mit Povidon-Jod-Tupfern und sterilen Alkoholpads.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass die Maus tief betäubt ist, indem Sie überprüfen, ob keine Zehenkneifreaktion vorliegt.</li>
	<li>Machen Sie mit einem Skalpell einen ca. 1 cm langen Schnitt in der Mitte der Kopfhaut zwischen den Augen und dem Hals und legen Sie den Schädel frei (siehe Abbildung 1I).</li>
	<li>Lassen Sie den Schädel 1-2 Minuten trocknen.</li>
	<li>Identifizieren Sie Bregma (den Schnittpunkt der koronalen und sagittalen Nähte) und Lambda (den Schnittpunkt der sagittalen und lambdoidalen Nähte) (siehe Abbildung 1J). HINWEIS: Ein Atlas des Mäusegehirns kann als Referenz verwendet werden.</li>
	<li>Platzieren Sie die Kopfstütze unter dem Kopf und blasen Sie die Glühbirne mit Wasser auf, bis sie gegen die Unterseite des Kopfes der Maus drückt, aber den Kopf nicht von der Beißstange abhebt. HINWEIS: Dieser Schritt ist wichtig, um mögliche Ohrprobleme durch das CHI zu reduzieren. Jedes Tier mit Schäden am Ohr durch die Ohrbügel, die zu Rollen oder Blutungen führen, sollte aus der Studie ausgeschlossen und eingeschläfert werden.</li>
	<li>Bewegen Sie den Impaktor über den Kopf des Tieres.</li>
	<li>Verlängern Sie den Impaktor, indem Sie den Kippschalter Extend /Retract (an der Impactor-Steuerbox) auf Extend stellen. Anmerkungen: Achten Sie darauf, dass die Spitze vollständig ausgefahren ist, indem Sie die Spitze nach unten ziehen.</li>
	<li>Richten Sie den Impaktor aus, bis er über dem Bregma zentriert ist (siehe Abbildung 1K).</li>
	<li>Setzen Sie die digitalen stereotaktischen x- und y-Koordinaten im stereotaktischen Lesegerät auf 0 zurück (auf der Touchscreen-Steuerung)</li>
	<li>Richten Sie die Sonde über der Aufprallstelle aus, indem Sie die Sonde vom Bregma zu den Zielkoordinaten bewegen: medial-lateral = 0,0 mm, anterior-posterior = −1,6 mm.</li>
	<li>Befestigen Sie den Kontaktsensor am Ohr des Tieres.<ol><li>Senken Sie die Sondenspitze mit der ausgefahrenen Sonde langsam ab, bis der erste Kontakt mit der Oberfläche hergestellt ist. Halten Sie beim Piepton an.</li>
		<li>Setzen Sie die digitalen stereotaktischen z-Koordinaten im stereotaktischen Lesegerät auf 0 zurück.</li>
	</ol></li>
	<li>Prüfen Sie sorgfältig, ob die Spitze bündig mit dem Schädel abschließt (medial-laterale und anterior-posteriore Ebene). HINWEIS: Das Positionieren der Sondenspitze ist der wichtigste Schritt dieses Prozesses, um Schädelbrüche und Ohrschäden zu vermeiden.</li>
	<li>Ziehen Sie den Impaktor ein, indem Sie den Kippschalter am Steuerkasten in die Position Einfahren bringen. Die Spitze zieht sich zurück und hat bis zum Zeitpunkt des Aufpralls keinen Kontakt mehr mit dem Kopf des Tieres.</li>
	<li>Stellen Sie die Aufpralltiefe ein, indem Sie die dorsal-ventrale Tiefe auf −1,2 mm einstellen. Anmerkungen: Die Tiefe des Aufpralls beeinflusst die Schwere der Verletzung. Die Tiefe sollte für verschiedene Altersgruppen, Gewichte und Stämme von Mäusen auf die gewünschte Verletzungsschwere titert werden. Die Tiefe muss möglicherweise im Laufe der Zeit angepasst/neu titeriert werden, um eine gleichbleibende Verletzungsschwere aufrechtzuerhalten. Der Schweregrad kann neuropathologisch beurteilt werden: Mikroglia und Astrozyten (IHC), und verhaltensmäßig: das radiale Armwasserlabyrinth und der aktive Vermeidungstest.</li>
	<li>Überwachen Sie sorgfältig die Atmung der Maus, um die Anästhesietiefe sicherzustellen, und passen Sie den Gaspegel nach Bedarf an. Anmerkungen: Oft sollte der Prozentsatz des Isoflurangases vor dem Aufprall für 10-20 s gesenkt oder abgeschaltet werden. Achte genau darauf, dass sich die Atmung leicht beschleunigt. Wenn die Atmung zum Zeitpunkt des Aufpralls zu langsam ist, kann das Tier innerhalb der ersten 60 Sekunden nach dem Aufprall an Apnoe sterben. Dies kann verhindert werden, indem die Narkosetiefe in den Sekunden vor dem Aufprall angepasst wird.</li>
	<li>Lösen Sie den Aufprall aus, indem Sie den rechten Kippschalter drücken, um den Aufprall zu erzielen. Die Sondenspitze fährt mit der angezeigten Geschwindigkeit nach unten, bleibt dann für die eingestellte Verweilzeit unten und zieht sich zurück. HINWEIS: Scheinmäuse erhalten die gleiche Behandlung wie die CHI-Mäuse, aber der Aufprall wird nicht geliefert.</li>
	<li>Starten Sie den Timer sofort nach dem CHI-Aufprall, um die Aufrichtzeiten (Zeit für die Rückkehr von der Seitenposition in die Bauchlage) aufzuzeichnen, oder starten Sie den Timer, wenn die Maus aus dem stereotaktischen Rahmen für die Scheinmäuse entfernt wird. Die durchschnittliche Aufrichtungsreflexzeit beträgt 5-15 Minuten. HINWEIS: Die Aufrichtungsreflexzeiten können je nach Mausbelastung und Alter variieren.</li>
	<li>Untersuchen Sie die Mäuse auf sichtbare Schädelfrakturen, Blutungen und Apnoe. Die Mäuse mit einem depressiven Schädelbruch oder einer sichtbaren Blutung wurden von der Studie ausgeschlossen. HINWEIS: Es gibt abgestufte Grade von Schädelfrakturen. Tiere mit dekomprimierten Schädelfrakturen, bei denen der Knochen beobachtbar in das Hirngewebe drückt, werden eingeschläfert (zuerst CO2 und sekundäre Enthauptung). Wenn die Impaktorspitze richtig eingestellt ist, sind solche Schädelbrüche äußerst selten. Wenn es zu einem Schädelbruch kommt, ist das häufigere Erscheinungsbild ein kleiner Blutstropfen auf dem Schädel und eine leichte taktile Rauhung des Schädels, oft entlang der Naht, die die hintere Spitze des Nasenbeins verbindet. Diese Mäuse werden in den Aufzeichnungen als mögliche Schädelfraktur vermerkt, aber normalerweise nicht von der Studie ausgeschlossen.</li>
	<li>Entferne das Tier aus dem stereotaktischen Rahmen.</li>
	<li>Schließen Sie die Kopfhaut, indem Sie die Haut zusammenklammern. Anmerkungen: Resorbierbare oder nicht resorbierbare Nähte können als Alternative zu Klammern verwendet werden, um die Kopfhaut zu schließen.</li>
	<li>Tragen Sie eine dreifache antibiotische Salbe mit einem sterilen Applikator mit Wattespitze auf den geschlossenen Schnitt auf.</li>
	<li>Legen Sie die Maus zur Wiederherstellung in einen sauberen Käfig zurück. Die Hälfte des Aufwachkäfigs befindet sich auf einem Heizkissen (niedrige Einstellung), das die Möglichkeit bietet, sich im Wachzustand von der Hitze zu entfernen und die Temperatur des Tieres aufrechtzuerhalten, wenn es bewusstlos ist (siehe Abbildung 1L). HINWEIS: Die Maus liegt auf der Seite im Bergekäfig. Um ein Ersticken zu vermeiden, setzen Sie das Tier in einen Aufwachkäfig ohne Einstreu oder auf ein Taschentuch, wenn sich die Einstreu im Käfig befindet.</li>
	<li>Bringen Sie den Kippschalter Extend/Retract wieder in die Position Mitte/Aus . Anmerkungen: Der Strom läuft weiter, wenn der Schalter entweder in der Ein- oder Ausfahrposition belassen wird, wodurch der Kolben anschwillt. Der Impaktor ist dann erst funktionsfähig, wenn der Kolben abgekühlt ist.</li>
	<li>Nehmen Sie den Impaktor aus seiner Halterung und legen Sie ihn vorsichtig auf den Eisbeutel. Anmerkungen: Wenn Sie den Impaktor auf einem Eisbeutel aufbewahren, können Sie die potenzielle Schwellung des Impaktors verringern.</li>
	<li>Beobachten Sie das Tier bis zum Aufrichten, bis der Aufrichtreflex auftritt, und dokumentieren Sie die Zeit bis zum Aufrichten (siehe Abbildung 1M). HINWEIS: Der Aufrichtungsreflex ist definiert als der Moment, in dem die Maus in eine Bauchlage zurückkehrt. Der Käfig muss ungestört bleiben; Die Maus könnte sich korrigieren, wenn der Käfig berührt, bewegt oder Geräuschen ausgesetzt wird.</li>
	<li>Bringen Sie die Mäuse in ihren heimischen Käfig zurück, wenn sie wach und aufmerksam sind. In der Regel sind die Tiere innerhalb von 1 Stunde nach der Verletzung bei vollem Bewusstsein und können sich bewegen. Fügen Sie auch etwas feuchtes Futter am Boden des Käfigs hinzu.</li>
</ol>4. Nachsorge
<ol><li>Überwachen Sie die Tiere 5 Tage lang nach der Operation.</li>
	<li>Notieren Sie ihr Gewicht und alle körperlichen/Verhaltensänderungen wie Atemfrequenz (qualitative Atemfunktion), Gang, Körper- und Haarfellzustand, Essen, Trinken, Stuhlgang und Wasserlassen.</li>
	<li>Beobachten Sie die Maus auf Anzeichen von Beschwerden und die Operationswunde auf Schwellungen, Exsudate oder rote Ränder. Wenden Sie sich an einen Tierarzt, wenn das Tier Anzeichen von Schmerzen und Unwohlsein zeigt (Lautäußerungen, Bewegungslosigkeit, Unterkühlung, kein Trinken oder Fressen).</li>
	<li>Entfernen Sie die Klammern 7-10 Tage nach der Operation unter Narkose und auf einem Heizkissen. HINWEIS: Wenn nicht resorbierbare Nähte verwendet werden, müssen diese 7-10 Tage nach der Operation unter Narkose entfernt werden.</li>
</ol>5. Reinigung
<ol><li>Reinigen und sterilisieren Sie den Operationsbereich und die Werkzeuge.</li>
	<li>Reinigen Sie die Sondenspitze nach jedem Gebrauch und am Ende des Tages mit Alkohol-Vorbereitungspads. HINWEIS: Der Impaktor wird werkseitig kalibriert und soll im Laufe der Zeit und des Gebrauchs stabil sein. Eine routinemäßige Kalibrierung ist nicht erforderlich. Der Impaktor und der stereotaktische Rahmen sollten jedoch routinemäßig überprüft werden. Außerdem sollten die Endpunktperimeter des Modells, wie z. B. die Reflexzeit, die Mortalität und die Neuropathologie, überwacht werden, um eine mögliche experimentelle Drift zu bewerten.</li>
</ol>6. Ausschlusskriterien
<ol><li>Schließen Sie vor der Operation Tiere mit einem schlechten Gesundheitszustand aus, z. B. mit einem schlechten Gewicht von <20 g für eine 4 Monate alte Maus, Lethargie und schlechtem Fellzustand.</li>
	<li>Ausschließen von Tieren mit Komplikationen während der Operation, wie z. B. einem eingedrückten Schädelbruch, einer sichtbaren Blutung im Zusammenhang mit der Operation oder Ohrbluten.</li>
	<li>Ausschluss von Tieren aus der Studie mit den folgenden postoperativen Symptomen: Unfähigkeit, normal zu essen und/oder sich nicht normal zu bewegen, ungewöhnliche Lautäußerungen, Gewichtsverlust oder Ausbleiben der Wundheilung nach der Operation. HINWEIS: Dieses Modell kann als repetitives Modell für ein leichtes SHT verwendet werden. Wenn die Mäuse die zweite Operation 24 Stunden nach der ersten erhalten, könnten die Klammern oder Nähte entfernt werden, und derselbe Schnitt könnte verwendet werden, um den Schädel freizulegen. Ein neuer Schnitt muss gemacht werden, wenn zwischen den Operationen eine längere Zeit vergeht.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+brain+injury:+An+overview+of+epidemiology,+pathophysiology,+and+medical+management.">Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management.</a> The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).</li><li>Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+review+of+closed+head+injury+models+of+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+and+rats.">A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats.</a> Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).</li><li>Shultz, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potential+for+animal+models+to+provide+insight+into+mild+traumatic+brain+injury:+Translational+challenges+and+strategies.">The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).</li><li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+traumatic+brain+injury).">Animal models of traumatic brain injury).</a> Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).</li><li>Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+protocol+for+mimicking+pathomechanisms+of+traumatic+brain+injury+in+mice.">An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice.</a> Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1 (2012).</li><li>Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+model+of+closed+head+injury+in+mice:+pathophysiology,+histopathology,+and+cognitive+deficits.">An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits.</a> Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).</li><li>Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+cortical+impact+model+of+traumatic+brain+injury+in+the+rat.">A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat.</a> Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).</li><li>Schwulst, S. J., Islam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+model+of+controlled+cortical+impact+for+the+induction+of+traumatic+brain+injury.">Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury.</a> Journal of Visualized Experiments. (150), e60027 (2019).</li><li>Cole, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Craniotomy:+True+sham+for+traumatic+brain+injury,+or+a+sham+of+a+sham.">Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham.</a> Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).</li><li>Brody, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromagnetic+controlled+cortical+impact+device+for+precise,+graded+experimental+traumatic+brain+injury.">Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).</li><li>Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Closed+head+injury+in+an+age-related+Alzheimer+mouse+model+leads+to+an+altered+neuroinflammatory+response+and+persistent+cognitive+impairment.">Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment.</a> The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).</li><li>Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+and+validation+of+a+modified+radial-arm+water+maze+protocol+using+a+murine+model+of+mild+closed+head+traumatic+brain+injury.">Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury.</a> PLoS One. 15 (8), 0232862 (2020).</li><li>Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+active+avoidance+behavioral+paradigm+for+use+in+a+mild+closed+head+model+of+traumatic+brain+injury+in+mice.">An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831 (2020).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attenuation+of+traumatic+brain+injury-induced+cognitive+impairment+in+mice+by+targeting+increased+cytokine+levels+with+a+small+molecule+experimental+therapeutic.">Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic.</a> Journal of Neuroinflammation. 12, 69 (2015).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+mild+closed+head+injuries+on+tauopathy+and+cognitive+deficits+in+rodents:+Primary+results+in+wild+type+and+rTg4510+mice,+and+a+systematic+review.">The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review.</a> Experimental Neurology. 326, 113180 (2020).</li><li>Lyons, D. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+produces+lasting+deficits+in+brain+metabolism.">A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism.</a> Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).</li><li>Yanckello, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inulin+supplementation+mitigates+gut+dysbiosis+and+brain+impairment+induced+by+mild+traumatic+brain+injury+during+chronic+phase.">Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase.</a> Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+stage+drug+treatment+that+normalizes+proinflammatory+cytokine+production+attenuates+synaptic+dysfunction+in+a+mouse+model+that+exhibits+age-dependent+progression+of+Alzheimer's+disease-related+pathology.">Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology.</a> The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).</li><li>Zvejniece, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skull+fractures+induce+neuroinflammation+and+worsen+outcomes+after+closed+head+injury+in+mice.">Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice.</a> Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).</li><li>Flierl, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+closed+head+injury+model+induced+by+a+weight-drop+device.">Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device.</a> Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).</li><li>Yang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+MRI+characterization,+neurobiochemical+and+neurobehavioral+changes+in+a+mouse+repetitive+concussive+head+injury+model.">Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model.</a> Scientific Reports. 5, 11178 (2015).</li><li>Petraglia, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spectrum+of+neurobehavioral+sequelae+after+repetitive+mild+traumatic+brain+injury:+a+novel+mouse+model+of+chronic+traumatic+encephalopathy.">The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy.</a> Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).</li><li>Laskowitz, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COG1410,+a+novel+apolipoprotein+E-based+peptide,+improves+functional+recovery+in+a+murine+model+of+traumatic+brain+injury.">COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).</li><li>Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+acute+proinflammatory+cytokine+and+chemokine+upregulation+by+post-injury+administration+of+a+novel+small+molecule+improves+long-term+neurologic+outcome+in+a+mouse+model+of+traumatic+brain+injury.">Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroinflammation. 5, 28 (2008).</li><li>Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+skull+cortical+thickness+changes+with+age+and+sex+from+computed+tomography+scans.">Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).</li><li>Kawakami, M., Yamamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains.">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> BMC Evolutionary Biology. 8, 73 (2008).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Es sind mehrere Schritte erforderlich, um ein konsistentes Verletzungsmodell unter Verwendung des beschriebenen Modells zu erstellen. Zunächst ist es wichtig, das Tier korrekt im stereotaktischen Rahmen zu befestigen. Der Kopf des Tieres sollte sich nicht seitlich bewegen können, und der Schädel sollte völlig flach sein, wobei Bregma und Lambda die gleichen Koordinaten lesen. Das richtige Platzieren der Ohrbügel ist der schwierigste Aspekt dieser Operation, und dies kann nur mit Übung erlernt werden. Wenn der Schädel nicht waagerecht ist, sollte der Kopf vor der Induktion von CHI angepasst werden. Wenn die Kopfposition nicht angepasst wird, kann dies zu einem Schädelbruch führen. Um zu beurteilen, ob der Schädel flach ist, sollte man den Spalt zwischen dem Schädel und der Aufprallspitze aus allen Winkeln um die Spitze herum betrachten. Mäuse mit depressiven Schädelfrakturen sollten von den Experimenten ausgeschlossen werden, da sie im Vergleich zu Mäusen, die keine Schädelfrakturen erlitten haben, eine viel stärkere Entzündungsreaktion und eine schwerere Verletzung aufweisen19. Darüber hinaus zeigen Mäuse mit Schädelfrakturen schwerere SHT-Verläufe, wie posttraumatische Atemdepression, sekundäre Rebound-Verletzungen und schließlich den Tod20.
In dieser Studie wurde der Kopf des Tieres mit Ohrbügeln gesichert. Insbesondere wird empfohlen, nur mausspezifische Ohrbügel aus Acetalharz mit einer sich verjüngenden Spitze zu verwenden, keine großen Rattenohrbügel. Es ist möglich, durchstichfeste Ohrbügel mit Gummispitze zu verwenden, aber diese Ohrbügel komprimieren den Schädel, verändern die Biomechanik des CHI und sind weniger reproduzierbar. Darüber hinaus gibt es eine Einschränkung bei der Verwendung von Ohrbügeln, da sie keine Rotationskräfte zulassen. Die höhere Reproduzierbarkeit der Ohrbügel überwiegt jedoch die begrenzte Anzahl von Rotationskräften, die erzeugt werden können, wenn der Kopf nicht fixiert ist. 
Das Fixieren des Kopfes mit Ohrbügeln kann jedoch auch zu Verletzungen des Ohrs beim Aufprall führen, wenn die Aufprallkräfte alle auf die Ohren gerichtet sind. Es wurde eine Kopfstützvorrichtung entwickelt, die unter dem Kopf platziert wurde, um die Kräfte von den Ohren weg zu verlagern. Nachdem ich mehrere kissenartige Objekte getestet hatte, funktionierte die mit Wasser gefüllte 1-ml-Latexpipettenkugel am besten. Der Pipettenkolben unter dem Kopf des Tieres kann erweitert werden, nachdem sich das Tier im stereotaktischen Rahmen befindet, so dass er fest sitzt und vollen Halt unter dem Kopf bietet. Bei richtiger Platzierung sollte es nach der Verletzung keine Blutungen aus den Ohren oder Verhaltenshinweise auf eine Ohrschädigung (Rollen/Kopfneigung) geben. 
Einige Versionen des CHI-Modells verwenden eine Gummispitzensonde21,22 oder einen Metallhelm23,24, um das Auftreten von Schädelfrakturen zu reduzieren. Solange die 5-mm-Impaktorspitze bündig mit dem Schädel abschließt, ist es nicht erforderlich, einen von ihnen zu verwenden. Für neue Anwender, die keine umfangreiche Erfahrung mit stereotaktischer Chirurgie haben, kann es verlockend sein, die Verletzung mit der Spitze herbeizuführen, die nicht bündig mit dem Schädel in der medial-lateralen Ebene abschließt. Wenn der Schädel in der medial-lateralen Ebene nicht waagerecht ist, liegt das daran, dass die Ohrbügel nicht richtig platziert sind. Die einzige Lösung für dieses Problem besteht darin, das Tier vom Impaktor zu entfernen und die Maus einer Scheinverletzung zuzuordnen. Wenn die Spitze auf der anterior-posterioren Ebene nicht bündig ist, muss die Höhe des Bissbalkens angepasst und die Spitze wieder mit dem Bregma ausgerichtet werden. Auch die Verwendung eines 5-mm-Impaktors mit flacher Spitze verringert die Wahrscheinlichkeit, Schädelfrakturen zu verursachen19 im Vergleich zu Impaktorspitzen mit kleinerem Durchmesser. Weitere wichtige Faktoren, die es zu berücksichtigen gilt, sind das Alter und das Gewicht des Probanden sowie die Schädeldicke25 und die Stämme der Mäuse26.
Bei Menschen ist ein leichtes SHT in den ersten Minuten nach der Verletzung nicht mit dem Tod verbunden. Bei Tieren kann bereits eine leichte Verletzung zum Tod führen. In diesem Modell ist die Sterblichkeit jedoch fast immer mit chirurgischen Komplikationen verbunden, nicht mit der Verletzung allein. Der häufigste Grund, warum eine Maus nach dem Aufprall stirbt, ist die Tiefe der Anästhesie. Dies kann der Fall sein, wenn die Operation länger als erwartet dauerte oder wenn das Isoflurangas eine höhere Konzentration aufwies, als für dieses Tier erforderlich war. Wenn die Atmung des Tieres langsam oder mühsam ist, könnte dies ein Zeichen dafür sein, dass die Anästhesietiefe vor dem Aufprall verringert werden sollte. Wenn der Atem des Tieres zum Zeitpunkt des Aufpralls langsam oder mühsam ist, wird das Tier wahrscheinlich Apnoe haben und möglicherweise sterben. 
Es gibt viele Modelle für ein leichtes SHT. Jeder hat Stärken und Schwächen, und dieses Modell ist nicht anders. Wie berichtet, wird hier ein Single-Hit-Modell von SHT beschrieben, das jedoch verwendet wurde, um ein repetitives SHT15 zu verursachen. Die in diesem Protokoll beschriebenen Schritte können wiederholt werden, um eine wiederholte SHT-Verletzung herbeizuführen. Bei der Bewertung der verschiedenen SHT-Modelle ist es wichtig zu berücksichtigen, ob das Modell die gewünschte Pathologie aufweist, die man zu modellieren versucht. Man sollte auch berücksichtigen, wie reproduzierbar das Modell ist. Es wird dringend empfohlen, dass der Ausgangspunkt für die Verwendung dieses oder eines anderen TBI-Modells darin besteht, unabhängig zu validieren und zu charakterisieren, dass das Modell wie zuvor berichtet funktioniert.

Ein Schädel-Hirn-Trauma (SHT) wird durch eine äußere Kraft auf das Gehirn verursacht, die oft mit Stürzen, Sportverletzungen, körperlicher Gewalt oder Verkehrsunfällen verbunden ist. Im Jahr 2014 stellten die Centers for Disease Control and Prevention fest, dass 2,53 Millionen Amerikaner die Notaufnahme aufsuchten, um medizinische Hilfe bei Unfällen im Zusammenhang mit SHT zu suchen1. Da ein leichtes SHT (mSHT) die Mehrheit der SHT-Fälle ausmacht, wurden in den letzten Jahrzehnten mehrere Modelle von mSHT übernommen, darunter Gewichtsverlust, kolbengetriebene geschlossene Kopfverletzung und kontrollierter kortikaler Aufprall, Rotationsverletzung, leichte Flüssigkeitsperkussionsverletzung und Explosionsverletzungsmodelle 2,3. Die Heterogenität der mSHT-Modelle ist nützlich, um die verschiedenen Merkmale von mSHT beim Menschen zu untersuchen und die zellulären und molekularen Mechanismen zu bewerten, die mit Hirnverletzungen verbunden sind.
Eines der am häufigsten verwendeten Modelle für geschlossene Kopfverletzungen ist eines der ersten und am weitesten verbreiteten Modelle die Gewichtsabsenkungsmethode, bei der ein Gegenstand aus einer bestimmten Höhe auf den Kopf des Tieres (betäubt oder wach) fallen gelassen wird2,4. Bei der Gewichtsabfallmethode hängt die Schwere der Verletzung von mehreren Parametern ab, darunter die durchgeführte oder nicht durchgeführte Kraniotomie, der Kopf fest oder frei sowie die Entfernung und das Gewicht des fallenden Gegenstands 2,4. Ein Nachteil dieses Modells ist die hohe Variabilität in der Schwere der Verletzung und die hohe Sterblichkeitsrate, die mit einer Atemdepression einhergeht 5,6. Eine gängige Alternative ist die Abgabe des Aufpralls mit einem pneumatischen oder elektromagnetischen Gerät, das direkt auf die freiliegende Dura (kontrollierter kortikaler Aufprall: CCI) oder den geschlossenen Schädel (geschlossene Kopfverletzung: CHI) erfolgen kann. Eine der Stärken der kolbengetriebenen Verletzung ist ihre hohe Reproduzierbarkeit und geringe Sterblichkeit. Eine CCI erfordert jedoch eine Kraniotomie7,8, und eine Kraniotomie selbst induziert eine Entzündung9. Stattdessen ist beim CHI-Modell keine Kraniotomie erforderlich. Wie bereits erwähnt, hat jedes Modell seine Grenzen. Eine der Einschränkungen des in dieser Arbeit beschriebenen CHI-Modells besteht darin, dass die Operation mit einem stereotaktischen Rahmen durchgeführt wird und der Kopf des Tieres ruhiggestellt wird. Während die vollständige Ruhigstellung des Kopfes die Reproduzierbarkeit gewährleistet, berücksichtigt sie nicht die Bewegung nach dem Aufprall, die zu der mit einem mSHT verbundenen Verletzung beitragen könnte.
Dieses Protokoll beschreibt ein grundlegendes Verfahren zum Ausführen eines CHI-Aufpralls mit einer handelsüblichen elektromagnetischen Impaktorvorrichtung10 in einer Maus. Dieses Protokoll beschreibt die genauen Parameter, die erforderlich sind, um eine hochgradig reproduzierbare Verletzung zu erreichen. Insbesondere hat der Untersucher eine genaue Kontrolle über die Parameter (Verletzungstiefe, Verweildauer und Aufprallgeschwindigkeit), um die Verletzungsschwere genau zu definieren. Wie beschrieben, erzeugt dieses CHI-Modell eine Verletzung, die zu einer bilateralen Pathologie führt, sowohl diffus als auch mikroskopisch (d.h. chronische Aktivierung von Gliazellen, axonalen und vaskulären Schäden) und Verhaltensphänotypen 11,12,13,14,15. Darüber hinaus wird das beschriebene Modell als mild angesehen, da es auch 1 Jahr nach der Verletzung keine strukturellen Hirnläsionen auf der Grundlage von MRT oder grobe Läsionen auf der Pathologie induziert16,17.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

Hochgradig reproduzierbare Tiermodelle für Schädel-Hirn-Trauma (SHT) mit genau definierten Pathologien werden benötigt, um therapeutische Interventionen zu testen und die Mechanismen zu verstehen, wie ein SHT die Gehirnfunktion verändert. Die Verfügbarkeit mehrerer Tiermodelle für SHT ist notwendig, um die verschiedenen Aspekte und Schweregrade von SHT beim Menschen zu modellieren. Dieses Manuskript beschreibt die Verwendung einer geschlossenen Kopfverletzung (CHI) in der Mittellinie zur Entwicklung eines Mausmodells für ein leichtes SHT. Das Modell gilt als mild, da es keine strukturellen Hirnläsionen hervorruft, die auf Neuroimaging oder grobem neuronalem Verlust basieren. Ein einziger Aufprall erzeugt jedoch eine ausreichende Pathologie, so dass eine kognitive Beeinträchtigung mindestens 1 Monat nach der Verletzung messbar ist. In der Arbeit wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Induktion eines CHI in Mäusen mit einem stereotaktisch geführten elektromagnetischen Impaktor definiert. Zu den Vorteilen des milden Mittellinien-CHI-Modells gehört die Reproduzierbarkeit der verletzungsbedingten Veränderungen bei geringer Mortalität. Das Modell wurde bis zu 1 Jahr nach der Verletzung zeitlich auf bildgebende, neurochemische, neuropathologische und Verhaltensänderungen hin charakterisiert. Das Modell ist komplementär zu offenen Schädelmodellen mit kontrolliertem kortikalem Aufprall unter Verwendung desselben Impaktors. So können Labore sowohl ein leichtes diffuses SHT als auch ein fokales mittelschweres bis schweres SHT mit demselben Impaktor modellieren.

Dieses stereotaktische elektromagnetische Impaktorgerät ist vielseitig einsetzbar. Es wird sowohl für einen offenen schädelgesteuerten kortikalen Aufprall (CCI) als auch für eine geschlossene Kopfverletzung (CHI) verwendet. Darüber hinaus kann die Verletzungsschwere durch Änderung der Verletzungsparameter wie Aufprallgeschwindigkeit, Verweilzeit, Aufpralltiefe, Impaktorspitze und Verletzungsziel moduliert werden. Hier wird eine CHI-Operation mit einem 5,0 mm Stahlspitzenimpaktor beschrieben. Diese Verletzung gilt als mild, da keine strukturellen Hirnläsionen vorhanden sind. Die Sterblichkeitsrate bei erwachsenen Mäusen beträgt weniger als 0,9 %11,14 und steigt leicht an, um bei älteren Mäusen (>8 Monate alt) ~2,5 % zu erreichen11. Die Sterblichkeit tritt in den ersten 2 Minuten aufgrund von Apnoe auf, die durch eine sorgfältige Überwachung der Narkosetiefe in den Sekunden vor dem Aufprall weitgehend verhindert werden kann.
Der Vorteil dieses CHI-Modells besteht darin, dass der Impakt eine bilaterale diffuse Pathologie hervorruft, ohne dass die kortikale Duraloberfläche freigelegt werden muss (Kraniotomie). Ein weiteres Merkmal, das dieses SHT-Modell zu einem effektiven Modell macht, ist, dass weniger als 1 % der Mäuse aufgrund von Schädelbrüchen oder Ohrproblemen nach dem chirurgischen Eingriff von der Studie ausgeschlossen werden. Wichtig ist, dass das Modell neuropathologische und verhaltensbezogene Beeinträchtigungen mit einem einzigen Aufprall hervorruft, was die experimentelle Komplexität reduziert, die mit repetitiven milden CHI-Modellen verbunden ist15. So wird beispielsweise ein reproduzierbares zeitliches Muster morphologischer Veränderungen von Mikroglia und Astrozyten identifiziert11 (Abbildung 2A,B). Bei der Validierung des Modells wird empfohlen, die Startbereiche der anterior-posterioren Koordinaten von −1,5 mm ± 0,2 mm und die Aufpralltiefe von 1,0 ± 0,2 mm zu verwenden. Die Koordinaten müssen möglicherweise an das Alter und die Belastung der Mäuse sowie an die Marke und das Modell der verwendeten Geräte angepasst werden. Nachdem die Einstellungen validiert wurden, sollten sie für ein Experiment konstant gehalten werden. Zur Validierung wird die neuropathologische Charakterisierung von Mikroglia und Astrozyten 3 Tage nach der Verletzung empfohlen. Die immunhistochemische (IHC) Färbung erfolgte nach den Methoden von Bachstetter et al.18. Konkret wurden 30 μm koronale freischwebende Schnitte für die Gliaaktivierung mit Kaninchen-Anti-GFAP (1:10.000) und für Astrozyten mit einem Kaninchen-Anti-IBA1 (1:10.000) gefärbt. Ein HRP-konjugiertes Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG (1:200) wurde verwendet, um sowohl GFAP als auch IBA-1 nachzuweisen. Eine Quantifizierungssoftware wurde verwendet, um die Färbung in jeder betrachteten Region zu quantifizieren. Darüber hinaus wurden 1 Tag nach der Verletzung axonale Verletzungsmarker im Neokortex gefunden, und Veränderungen im mitochondrialen Stoffwechsel wurden 28 Tage nach CHI16 festgestellt (Daten nicht gezeigt).
Die sekundären Endpunkte für die Validierung des Modells wären Verhaltensassays. Es wurden reproduzierbare CHI-induzierte Defizite im radialen Armwasserlabyrinth (RAWM)12 und aktive Vermeidung13 Verhaltensweisen gefunden (Abbildung 3). Die Mäuse wurden in einem 8-armigen RAWM, einem speziellen Lerntest, getestet, wie in Macheda et al.12 beschrieben. Kurz gesagt, die Mäuse wurden in insgesamt 28 Versuchen über ein 4-tägiges Protokoll getestet und hatten 60 Sekunden Zeit, um die im Zielarm positionierte Plattform zu lokalisieren. Die Gesamtzahl der Versuche pro Tag betrug sieben; Tag 1 und Tag 2 wurden als Trainingstage und Tag 3 und 4 als Testtage gewertet. Während der Trainingstage wurden die Mäuse darauf trainiert, die Plattform zu lokalisieren, wobei sie zwischen sichtbaren und versteckten Versuchen wechselten. Während der Testtage wurde die Plattform während aller Tests ausgeblendet. Die Experimente wurden mit einer Kamera aufgezeichnet und ein Tracking-System zur Verhaltensanalyse (Anzahl der Fehler, Gesamtdistanz und Latenz) verwendet. Die Mäuse wurden 2 Wochen nach der Verletzung getestet. Während es keinen Effekt des Geschlechts gab, machten die CHI-Mäuse mehr Fehler, um die Aufgabe erfolgreich auszuführen und die Plattform zu erreichen (Abbildung 3A). Darüber hinaus wurden auch in einem 6-armigen RAWM-Test Gedächtnisstörungen festgestellt11,14,15,16. Aktive Vermeidung, ein assoziativer lernbasierter Test, wurde verwendet, um die kognitiven Defizite zu messen, die mit diesem milden Modell von CHI verbunden sind. Die Mäuse wurden mit einem 5-Tage-Protokoll getestet und 50 Versuchen pro Tagausgesetzt 13. Die Mäuse wurden darauf trainiert, einen leichten Fußschock (unkonditionierter Stimulus, US) zu vermeiden, indem sie einen konditionierten Stimulus (CS, Licht) damit assoziierten. Im Laufe der Zeit lernten die Mäuse, die USA zu meiden, wenn die CS vorgestellt wurde. Die CHI-Mäuse wiesen im Vergleich zu Scheinmäusen eine beeinträchtigte kognitive Funktion bei der aktiven Vermeidung auf (Abbildung 3B). Die Scheinmäuse lernten im Vergleich zu den Männchen signifikant schneller, aber das Geschlecht spielte bei den CHI-Mäusen keine Rolle13. Das Verhalten wurde mit einer Aktiv/Passiv-Vermeidungssoftware aufgezeichnet. Ein reproduzierbares Defizit der motorischen Funktion über die erste Woche nach der Verletzung hinaus wurde nicht festgestellt11.
In diesem milden SHT-Modell wurden keine groben strukturellen Läsionen des Gehirns gefunden, und ein einziger Aufprall induzierte eine bilaterale Gliaaktivierung und Veränderungen in der Mikrogliamorphologie. Auch kognitive Defizite sind mit diesem SHT-Modell verbunden.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64556/64556fig01.jpg"> Abbildung 1: Schritt 1: Einrichtung des Operationsbereichs. (A) Ein Beispiel für den Operationsbereich und die Werkzeuge, die für die Durchführung der CHI-Operation benötigt werden (Eisbeutel für den Impaktor, stereotaktischer Rahmen mit dem Impaktor, Impaktor-Steuerbox und chirurgische Instrumente), wird gezeigt. (B) Eine Nahaufnahme der 5-mm-Stahlsondenspitze, der Beißstange und der Kopfstützvorrichtung, die die für den Aufprall der Mittellinie erforderliche Positionierung veranschaulicht. (C) Die Kopfstützvorrichtung besteht aus einem 1-ml-Latexpipettenkolben, der durch Parafilm am Schlauch befestigt ist. Eine 10-ml-Spritze wird mit Wasser gefüllt, um den Kolben aufzublasen, mit einem Absperrhahn, um den Kolben aufgeblasen zu halten, sobald er in Position ist. (D) Impaktor-Steuerbox: (1) ein großer Knopf zum Einstellen der Aufprallgeschwindigkeit, (2) ein Verweilzähler, (3) ein Kippschalter zum Ein- und Ausfahren, (4) ein Kippschalter, der beim Herunterdrücken den Aufprall abgibt. (E) Bei Nichtgebrauch wird der Impaktor auf einem Eisbeutel aufbewahrt, um eine Überhitzung und mögliche Fehlfunktionen zu vermeiden. (F) Eine digitale stereotaktische Anzeige wird verwendet, um die Koordinaten x (anterior-posterior), y (medial-lateral) und z (dorsal-ventral) zu ermitteln. Schritt 2: Chirurgischer Eingriff. (G,H) Die betäubte und rasierte Maus wird im stereotaktischen Rahmen befestigt, (I) ein Mittellinienschnitt wird gemacht, um das (J) Bregma freizulegen, (K) das während der Operation verwendet wird, um den Impaktor auszurichten. Schritt 3: Wiederherstellung. (L) Die Maus wird aus dem stereotaktischen Rahmen entfernt. Nachdem die Kopfhaut durch Klammern oder Nähen der Haut geschlossen wurde, wird sie in einen sauberen Aufwachkäfig auf der Seite gelegt. (M) Die Maus wird überwacht, bis die Maus umkippt und der Aufrichtungsreflex auftritt. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/64556/64556fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64556/64556fig02.jpg"> Abbildung 2: Die zeitlichen Veränderungen der morphologischen Veränderungen von Astrozyten (GFAP) und Mikroglia (IBA1) nach einer CHI. (A) Die GFAP-Färbung bei geringer Vergrößerung zeigt die regionale Zunahme der Färbung im Kortex der CHI-Gruppe. Das morphologische Erscheinungsbild der Astrozyten zeigt sich in den stärker vergrößerten Einschüben, die aus den mittleren Hirnschnitten und aus den gleichen Regionen der Hirnrinde entnommen wurden. (B) IBA1-positive Färbung im Kortex 1 Tag, 7 Tage und 2 Monate nach der Verletzung zeigt Veränderungen in der Mikrogliamorphologie im Neokortex nach dem CHI (n = 7-14, 50/50 männlich/weiblich). Die Mäuse (CD-1/129 Hintergrund) waren zum Zeitpunkt der Operation 8 Monate alt. Diese Abbildung wurde von 11 adaptiert und mit freundlicher Genehmigung reproduziert. Maßstabsleiste = 1 mm, 50 μm und 100 μm wie in der Abbildung angegeben. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/64556/64556fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64556/64556fig03.jpg"> Abbildung 3: CHI-induzierte Gedächtnisdefizite bei RAWM und aktiver Vermeidung. (A) 2 Wochen nach der Verletzung waren sowohl die CHI- als auch die scheinoperierten Mäuse in der Lage, die RAWM-Aufgabe zu erlernen, aber die CHI-Mäuse machten mehr Fehler im Vergleich zu den Scheinmäusen (*** p < 0,0005); Schein (n = 20/20 männlich/weiblich); CHI (n = 20/20 männlich/weiblich). Die Mäuse (C57BL/6J) waren zum Zeitpunkt der Operation 3-4 Monate alt. (B) 4 Wochen nach der Verletzung waren die CHI- und schein-operierten Mäuse in der Lage, die aktive Vermeidungsaufgabe zu erlernen, aber die CHI-Mäuse vermieden im Vergleich zu den Scheinmäusen weniger Fußschocks (*** p = 0,0005; **** p < 0,0001); Schein (n = 10/10 männlich/weiblich); CHI (n = 9/10 männlich/weiblich). Die Mäuse (C57BL/6J) waren zum Zeitpunkt der Operation 3-5 Monate alt. Die Daten werden als Mittelwert ± REM angezeigt. (A) Diese Abbildung wurde von 12 adaptiert und mit Genehmigung reproduziert. (B) Diese Abbildung wurde von 13 adaptiert und mit Genehmigung reproduziert. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/64556/64556fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice at JoVE.com

Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Das Protokoll beschreibt ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma in einem Mausmodell. Insbesondere wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Induktion einer leichten Mittellinien-geschlossenen Kopfverletzung und die Charakterisierung des Tiermodells vollständig erläutert.

Elektromagnetisch gesteuertes Closed-Head-Modell für leichtes Schädel-Hirn-Trauma bei Mäusen

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K Aufrufe.  University of Kentucky. Das Protokoll beschreibt ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma in einem Mausmodell. Insbesondere wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Induktion einer leichten Mittellinien-geschlossenen Kopfverletzung und die Charakterisierung des Tiermodells vollständig erläutert.

Serie: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

Lateral Fluid-Percussion: Modell Schädel-Hirn-Verletzungen in Mäuse

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Forschung

Neurowissenschaften

Investigations on Alterations of Hippocampal Circuit Function Following Mild Traumatic Brain Injury

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological impairments 1. Two pervasive and disabling symptoms experienced by TBI survivors, memory deficits and a reduction in seizure threshold, are thought to be mediated by TBI-induced hippocampal dysfunction 2,3. In order to demonstrate how altered hippocampal circuit function adversely affects behavior after TBI in mice, we employ lateral fluid percussion injury, a commonly used animal model of TBI that recreates many features of human TBI including neuronal cell loss, gliosis, and ionic perturbation 4-6.
	Here we demonstrate a combinatorial method for investigating TBI-induced hippocampal dysfunction. Our approach incorporates multiple ex vivo physiological techniques together with animal behavior and biochemical analysis, in order to analyze post-TBI changes in the hippocampus. We begin with the experimental injury paradigm along with behavioral analysis to assess cognitive disability following TBI. Next, we feature three distinct ex vivo recording techniques: extracellular field potential recording, visualized whole-cell patch-clamping, and voltage sensitive dye recording. Finally, we demonstrate a method for regionally dissecting subregions of the hippocampus that can be useful for detailed analysis of neurochemical and metabolic alterations post-TBI.
	These methods have been used to examine the alterations in hippocampal circuitry following TBI and to probe the opposing changes in network circuit function that occur in the dentate gyrus and CA1 subregions of the hippocampus (see Figure 1). The ability to analyze the post-TBI changes in each subregion is essential to understanding the underlying mechanisms contributing to TBI-induced behavioral and cognitive deficits. 
	The multi-faceted system outlined here allows investigators to push past characterization of phenomenology induced by a disease state (in this case TBI) and determine the mechanisms responsible for the observed pathology associated with TBI.

A multi-faceted approach to investigating functional changes to hippocampal circuitry is explained. Electrophysiological techniques are described along with the injury protocol, behavioral testing and regional dissection method. The combination of these techniques can be applied in similar fashion for other brain regions and scientific questions.

Untersuchungen über Veränderungen der hippokampalen Schaltung Funktion Nach Mild Traumatic Brain Injury

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzung in Verursacht<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Neuronalen Aktivität im primären somatosensorischen Cortex mit Thy1Imaging-GCaMP6s transgene Mäuse

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the detonation of explosive devices, however, the mechanisms that underlie the brain damage resulting from blast overpressure exposure are not entirely understood and are believed to be unique to this type of brain injury. Preclinical models are crucial tools that contribute to better understand blast-induced brain injury. A novel in vitro blast TBI model was developed using an open-ended shock tube to simulate real-life open-field blast waves modelled by the Friedlander waveform. C57BL/6N mouse organotypic hippocampal slice cultures were exposed to single shock waves and the development of injury was characterized up to 72 h using propidium iodide, a well-established fluorescent marker of cell damage that only penetrates cells with compromised cellular membranes. Propidium iodide fluorescence was significantly higher in the slices exposed to a blast wave when compared with sham slices throughout the duration of the protocol. The brain tissue injury is very reproducible and proportional to the peak overpressure of the shock wave applied.

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

This paper describes a novel model of primary blast traumatic brain injury. A compressed-air driven shock tube is used to expose in vitro mouse hippocampal slice cultures to a single shock wave. This is a simple and rapid protocol generating a reproducible brain tissue injury with a high throughput.

Eine neuartige In-vitro- Modell von traumatischen Hirnverletzungen Blast

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the ...

Effects of Blast-induced Neurotrauma on Pressurized Rodent Middle Cerebral Arteries

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral vascular effects. Impact (i.e., non-blast) traumatic brain injury (TBI) is known to decrease pressure autoregulation in the cerebral vasculature in both humans and experimental animals. The hypothesis that blast-induced traumatic brain injury (bTBI), like impact TBI, results in impaired cerebral vascular reactivity was tested by measuring myogenic dilatory responses to reduced intravascular pressure in rodent middle cerebral arterial (MCA) segments from rats subjected to mild bTBI using an Advanced Blast Simulator (ABS) shock tube. Adult, male Sprague-Dawley rats were anesthetized, intubated, ventilated and prepared for Sham bTBI (identical manipulation and anesthesia except for blast injury) or mild bTBI. Rats were randomly assigned to receive Sham bTBI or mild bTBI followed by sacrifice 30 or 60 min post-injury. Immediately after bTBI, righting reflex (RR) suppression times were assessed, euthanasia at the time points post-injury was completed, the brain was harvested and the individual MCA segments were collected, mounted and pressurized. As the intraluminal pressure perfused through the arterial segments was reduced in 20 mmHg increments from 100 to 20 mmHg, MCA diameters were measured and recorded. With decreasing intraluminal pressure, MCA diameters steadily increased significantly above baseline in the Sham bTBI groups while MCA dilator responses were significantly reduced (p &#60; 0.05) in both bTBI groups as evidenced by the impaired, smaller MCA diameters recorded for the bTBI groups. In addition, RR suppression in the bTBI groups was significantly (p &#60; 0.05) higher than in the Sham bTBI groups. MCA&#39;s collected from the Sham bTBI groups exhibited typical vasodilatory properties to decreases in intraluminal pressure while MCA&#39;s collected following bTBI exhibited significantly impaired myogenic vasodilatory responses to reduced pressure that persisted for at least 60 min after bTBI.

Here, we present a protocol to describe methods for ex vivo vascular reactivity determination following a primary blast traumatic brain injury (bTBI) using isolated, pressurized, rodent middle cerebral arterial (MCA) segments. bTBI induction is accomplished using a shock tube, also known as an Advanced Blast Simulator (ABS) device.

Auswirkungen der Explosion-induzierte Neurotrauma auf Druck Nagetier mittlerer Hirnarterien

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral ...

Investigating Alterations in Caecum Microbiota After Traumatic Brain Injury in Mice

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also demonstrate that traumatic brain injuries cause changes to the gut microbiota. However, mechanisms underlying the bidirectional regulation of the brain-gut axis remain unknown. Currently, few models exist for studying the changes in gut microbiota after traumatic brain injury. Therefore, the presented study combines protocols for inducing traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device and analysis of caecum samples following injury for investigating alterations in the gut microbiome. Alterations of the gut microbiota composition after traumatic brain injury are determined using 16S-rDNA sequencing. This protocol provides an effective method for studying the relationships between enteric microorganisms and traumatic brain injury.

Presented here is a protocol to induce diffuse traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device followed by the collection of the caecum content for gut microbiome analysis.

Untersuchung von Veränderungen in Caecum Microbiota nach traumatischen Hirnverletzungen bei Mäusen

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

Advanced Diffusion Imaging im Hippocampus von Ratten mit leichter traumatischer Hirnverletzung

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Murine Modell der kontrollierten kortikalen Auswirkungen für die Induktion von traumatischen Hirnverletzungen

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

Low-Intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-Head Mild Traumatic Brain Injury bei Nagetieren

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...