Diese Untersuchung wurde von zwei National Institutes of Health Grants unterstützt: HL089447 (&quot;Adipositas und OSA: Verständnis der Bedeutung der Zunge Fat &amp; Metabolic Function&quot;) und HL094307 (&quot;Verständnis der Beziehung zwischen Fettleibigkeit und Zungenfett&quot;)

Alle Verfahren einschließlich Tierfächer wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Pennsylvania (Protokoll Nr. 805822) genehmigt. Das beschriebene Verfahren ist endständig und erfordert nicht die Verwendung von aseptischen Bedingungen oder pharmazeutischen Produkten. 1. Chirurgische Verfahren <img alt="Abbildung 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56006/56006fig1.jpg" /> Abbildung 1: Chirurgische Verfahren. (A) Chirurgische Planabgrenzung Die rote gestrichelte Linie zeigt den Bereich des Einschnitts an. Zwei schwarze Linien zeigen die Position des Kiefers an, während die untere schwarze Linie die Position des Thorax markiert. Die blaue Linie zeigt den Zungenbein an. (B) Exposition des hinteren Bauches des digastrischen Muskels (Pfeile) nach stumpfer Dissektion von Fettgewebe, Sublingual und Submaxill<html> Arme Drüsen (C) Resektion des hinteren Bauches des digastrischen Muskels (gestrichelte grüne Linie), um den hypoglossalen Nerv (weißer Pfeil) auszusetzen. (D) Der hypoglossale Nerv (weißer Pfeil) wird aus der umgebenden Faszie entfernt. (E) Die Trachea wird durch sanftes Auseinanderziehen der glatten Muskeln um sie herum ausgesetzt (die grünen Pfeile geben die Richtung der angewandten Kraft an) und hob (F) , um sich auf die Intubation vorzubereiten. Der Stern zeigt die Einfügung der Zunge am Zungenbein an. Die grüne gestrichelte Linie markiert den Einschnitt für die Intubation. Der weiße Pfeil zeigt den losen Knoten an, der vorbereitet ist, um die Kanüle zu befestigen. (G) Inzision der Trachea zur Kanülierung (H) Die Trachealkanüle wird mit einem quadratischen Knoten eingelegt und gesichert. (I) Anwendung der Naht auf die Zunge.Target = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <ol><li> Anästhesie und Präparation für Chirurgie <ol><li> Legen Sie die Ratte in die Induktionskammer mit 4% Isofluran Anästhesie. </li><li> Legen Sie das Tier Rückenlage über eine Wärmequelle und pflegen Anästhesie mit 1 - 3% Isofluran aus einem Nosecon, so dass eine Atemfrequenz von mindestens 70 Atemzüge pro Minute. </li><li> Rasieren Sie den Halsbereich mit einem Luftschneider und Haarentfernung Creme. Bei der Verwendung der Haarentfernung Creme, die Creme mit einem Baumwoll-Top-Applikator, bis das Fell entfernt wird. Eine längere Exposition gegenüber Haarentfernung Creme kann Reizungen der Haut verursachen. </li><li> Reinigen Sie das chirurgische Feld mit 70% Alkohol ( Abbildung 1A ). </li><li> Überprüfen Sie das Atemmuster und die Reflexe des Tieres (Mangel an Zehensperre), bevor Sie mit dem anfänglichen Schnitt beginnen. Die kontinuierliche Überwachung und Bewertung der Tiefe der Anästhesie ist essentiell (ReCord Atemfrequenz und Mangel an Reflexen alle 10 min); Das Tier muss während des gesamten Vorgangs unter einer tiefen, chirurgischen Ebene der Anästhesie stehen. </li></ol></li><li> Hypoglossal Nerven Identifizierung <ol><li> Öffnen Sie das chirurgische Feld mit einer Paar operierenden Scheren, indem Sie die Haut respektieren und entfernen, wie durch die rot-gestrichelte Linie in Abbildung 1A angezeigt. </li><li> Stumpfes Sezieren durch jedes Fettgewebe, die sublingualen und submaxillären Drüsen und die Muskelschicht, die die Trachea umgibt. HINWEIS: Seid konservativ während der Sektion. Verwenden Sie eine stumpfe Sektion, wann immer möglich und achten Sie darauf, die Blutgefäße des Halses nicht zu beschädigen. </li><li> Identifizieren Sie den hinteren Bauch des digastrischen Muskels (PD) seitlich zur Trachea ( Abbildung 1B - weiße Pfeile). Der hypoglossale Nerv läuft unter diesem Muskel ( Abbildung 1C - weißer Pfeil). Mit dem Elektrokauter, resezieren die PD proxImal zum Zungenbein ( Abbildung 1C - gestrichelte Linie). HINWEIS: Lassen Sie den Nerv nicht oder das Gewebe um ihn herum werden trocken. Füge einen Tropfen Mineralöl auf den Nerv, um ihn zu schützen. Zur Vermeidung von Muskelkontraktionen durch Feldausbreitung des Stimulus aus den Elektroden sorgfältig das Muskelgewebe in den möglichen Kontaktstellen um den Nerv kauterisieren. </li><li> Mit einem Paar feiner Pinzette sehe den hypoglossalen Nerv aus der umgebenden Faszie. Mit Hilfe eines Hakens ist darauf zu achten, dass mindestens 3 mm des Nervs für den Anschluss der bipolaren Elektrode zur Verfügung stehen ( Abbildung 1D ). </li><li> Mit mikro-hämostatischen Zangen, zerdrücken Sie den hypoglossalen Nerv so distal vom Zungenbein ( Abbildung 1D - weißer Pfeil) wie möglich, um eine retrograde Ausbreitung des Reizes zu vermeiden. Zerkleinern Sie den Nerv, indem Sie mit der Mikro-Hämostase für 5 s Druck auf ihn drücken. Wenn der Hämostat den Nerv erfaßt,Hexe an der Zungenbasis sollte sichtbar sein. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang für die andere Seite. </li></ol></li><li> Tracheale Intubation <ol><li> Entlüft die Trachea, indem du die umlaufenden glatten Muskeln vorsichtig durch stumpfe Dissektion trennst ( Abb. 1E - wie durch die grünen Pfeile angedeutet). HINWEIS: Seien Sie konservativ und verwenden Sie vorzugsweise stumpfe Dissektion. Vergleichen Sie den Durchmesser der Kanüle mit dem der Trachea. Die Kanüle sollte in der Trachea korrekt passen und nach dem Nähen, wie in den Schritten 1.3.2 bis 1.3.5 beschrieben, stabil eingelegt werden. </li><li> Heben Sie die Trachea vorsichtig mit einem Paar Nahtzangen an und passieren Sie eine 4-0 Naht darunter, in der Nähe des Thorax. Binden Sie einen anfänglichen losen Knoten zwischen dem 6. und dem 7. Ring aus dem Kehlkopf ( Abbildung 1F - weißer Pfeil). Dieser Knoten wird geschlossen, sobald die Kanüle eingelegt ist, um sie festzuhalten. </li><li> Schieben Sie den Stiel einesTransferpipette (Schmierung der Pipette mit Mineralöl zur Erleichterung der Insertion) unter der Trachea, um sie zu heben und das Einsetzen der Kanüle (IV 14 gx 3.25 &quot;Kanüle) zu erleichtern. </li><li> Schneiden Sie einen kleinen Schnitt zwischen dem 4. und 5. Ringe aus dem Kehlkopf ( Abbildung 1G - weißer Pfeil). Nach dem ersten Einschnitt wird sich die Öffnung dazu veranlassen, sich zu verbreiten, also bei der Initialisierung konservativ zu sein, um die vollständige Resektion der Trachea zu vermeiden. HINWEIS: Bevor Sie den Einschnitt der Trachea durchführen, stellen Sie sicher, dass die Kanüle fertig ist und die Anästhesielieferung eingeschaltet ist. </li><li> Starten Sie die Anästhesie-Verabreichung durch die Kanüle und legen Sie sie vorsichtig in den Einschnitt ein und schieben sanft in die Trachea die Länge von etwa 5 Ringen. Sichern Sie die Kanüle mit der Naht, um eine luftdichte Abdichtung zu erzeugen ( Abbildung 1H ). HINWEIS: Sicherstellen, dass keine Flüssigkeit in die gelierte Trachea gelangt, um zu vermeidenOcation Sobald die Trachea eingeschnitten ist, wird das Tier atmen Raumluft. Es ist daher wichtig, die Kanüle schnell einzuführen, damit die Anästhesie beibehalten wird. Wenn / wenn das Tier bewegt wird, überwacht die korrekte Position der Kanüle in der Trachea. </li><li> Entfernen Sie das Tier vorsichtig aus dem Nasenhaut. HINWEIS: Die Verwendung von injizierbaren Anästhetika anstelle von Isofluran kann das Verfahren durch die Beseitigung der Notwendigkeit der Tracheal-Intubation und Clearing der experimentellen Arbeitsraum von überschüssigen Schlauch zu vereinfachen. </li></ol></li><li> Zungennähte <ol><li> Ein 20 cm langes Stück 5/0 Naht einweichen (wir empfehlen Silk, schwarz geflochten) in PBS. </li><li> Halten Sie den Mund der Ratte offen, halten Sie die Zungenspitze vorsichtig mit der Nahtzange. </li><li> Pass die Naht medial durch die Spitze der Zunge ( Abbildung 1I - weißen Pfeil) Aufmerksamkeit zu halten die Zunge feucht mit Kochsalzlösung, um potenzielle Gewebe zu vermeidenBeschädigung. </li><li> Binden Sie eine Schleife ca. 4 cm breit (der Durchmesser kann sich ändern, basierend auf dem Abstand zwischen dem Tier und dem Kraftaufnehmer). HINWEIS: Sicherstellen, dass die Naht und die Zunge nass sind, um die Insertion zu erleichtern und unnötige Läsionen des Gewebes zu vermeiden. </li></ol></li></ol> 2. Experimentelles Setup <img alt="Figur 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56006/56006fig2.jpg" /> Abbildung 2: Positionierung und Sicherung des Tieres (A) Die Maus befindet sich auf der experimentellen Plattform. Der Kiefer ist gesichert und der Mund durch die Anwendung der vertikalen Spannung (grüner Pfeil) offen gehalten. Die Nahtschlaufe ist mit dem Kraftaufnehmer (weißer Pfeil) verbunden. (B) Die Elektroden sind angeschlossen. (C) Jede Elektrode, die auf einem Mikromanipulator montiert ist, ist stabil mit dem Nerv verbunden. Die Einlage zeigt die Beendigung von tEr hakte Elektrode. (D) Die optimale Länge der Zunge wird mit einem Vernier-Bremssattel gemessen, von der Einfügung auf der Höhe des Zungenbeins bis zur Zungenspitze. In diesem Bild wurden die Elektroden aus Gründen der Klarheit entfernt. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56006/56006fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Hinweis: Stellen Sie das Tier auf dem beheizten Tablett des Gerätes mit den folgenden Befestigungsmaßnahmen auf, um Bewegungen während des Experiments zu vermeiden. <ol><li> Sichern Sie die Nase der Ratte mit einer kunststoffbeschichteten metallischen Twist-Bindung, die direkt mit der beheizten Plattform verbunden ist ( Abbildung 2A , 2B ). </li><li> Halten Sie den Mund der Ratte, indem Sie die vertikale Spannung aufnehmen (verwenden Sie einen 3-Wege-Drehgelenk, der an 9 kg-Test-Monofilamentlinie gebunden ist und mit einem Kameratift festhalten) ( Abbildung 2A - grüner Pfeil). ANMERKUNG: Ein alternativer Ansatz zur Stabilisierung der Ratte ist die Verwendung eines Nagetier Mund Knebel oder eine benutzerdefinierte Änderung davon. Es ist wichtig, dass der Mund offen und stabil gehalten wird, um Bewegungen des Halses zu vermeiden, die die Qualität der Messungen beeinträchtigen könnten. </li><li> Verbinden Sie die Nahtschlaufe mit dem Kraftaufnehmer ( Abbildung 2A - weißer Pfeil). </li><li> Mit chirurgischen Band, immobilisieren die Gliedmaßen und den Bauch der Ratte, um Bewegungen während der Stimulationen zu begrenzen. </li><li> Tragen Sie die beiden stimulierenden Haken-Bipolarelektroden auf die zerlegten hypoglossalen Nerven, proximal zur Crush-Stelle ( Abbildung 2C ). <ol><li> Verwenden Sie stimulierende bipolare Elektroden, die aus einem Paar von Chirurgie-Edelstahl-Nadel-Elektroden hergestellt wurden, die in einem Abstand von 2 mm voneinander unter Verwendung eines Plastik-Trägers zusammengehalten wurden (hier verwendeten wir zwei 1-mL-serologische Pipetten, die zusammengeklebt wurden). </li><li> Biegen Sie die Spitzen der Nadelelektroden zu einer HakenformKlein genug, um einen stabilen Kontakt mit dem Nerv zu bilden (~ 1 mm Durchmesser) ( Abbildung 2C - Einlage). </li><li> Verbinden Sie die beiden Drähte jeder Elektrode mit einem stapelbaren doppelten Bindeposten mit Bananenbuchse x BNC-Buchse und verbinden Sie sich mit dem Stimulatormodul eines in situ Muscle Test Systems (Tabelle 3) mit einem BNC-Splitter. HINWEIS: Sicherstellen, dass das Tier stabil ist und dass der Hals und die Zunge auf den Kraftaufnehmerhebel ausgerichtet sind. Die Überwachung der Atemfrequenz fortsetzen und sicherstellen, dass die Beschränkungen die Atmung nicht beeinträchtigen. </li></ol></li></ol> 3. Optimale Länge (L 0 ) und Maximal Isometrische Kraft Bestimmung <ol><li> Passen Sie die Länge der Zunge allmählich an und wenden Sie isometrische Zuckungsstimulationen an, bis eine maximale Kraft erhalten wird. <ol><li> Definiere L &amp; sub0; als die Länge, bei der die isometrische Zuckungskraft ( Tabelle 1 ) maximal ist, und für die nachfolgende Normalisierung aufzeichnenDie Kraftmessungen, wie es sich für jedes Tier ändert. Mit einem Vernier-Bremssattel die Zungenlänge von der Einfügung auf Höhe des Zungenbeins ( Abb. 2D ) bis zur Zungenspitze messen. HINWEIS: Die korrekte Positionierung der Elektroden ist wichtig, um einen optimalen Kontakt mit den Nerven zu gewährleisten. Eine optimale Positionierung sollte ähnliche und additive Kräfte ausüben, wenn sie eine der beiden Nerven oder beides stimulieren. </li></ol></li><li> Vor Beginn des Experiments die beiden Elektroden an den Stimulator anschließen und eine Test-Tetan-Stimulation verabreichen ( Tabelle 1 ). Während dieser Kontraktion, überwachen Sie das Tier, um sicherzustellen, dass die Position stabil ist, und prüfen Sie auf unerwünschte sichtbare Kontraktionen der Nackenmuskulatur. </li><li> Messen Sie isometrische Kraft durch Anwendung eines Zuckens, gefolgt von 20 s durch eine tetanische Stimulation. Wiederholen Sie die Stimulationen 3 mal, so dass 4 min Erholung zwischen Stimulationszyklen (ein Zyklus umfasst ein Zucken und aufE tetanische Stimulation) und notieren die maximalen zuckenden und tetanischen Kräfte. </li><li> Halten Sie die Zunge immer nass, indem Sie einige Tropfen PBS zwischen Kontraktionen anwenden. HINWEIS: Wenn sich die Nackenmuskeln zusammenziehen, ändern Sie sorgfältig die Positionierung der Elektroden, so dass sie kein umgebendes Muskelgewebe berühren und bei Bedarf das Gewebe in Kontakt mit den Elektroden kauterisieren. </li></ol> 4. Viskoelastische Eigenschaftenbestimmung (Lissajous Curves) <ol><li> Lassen Sie die Zunge für 3 - 5 min nach der isometrischen Kraftbestimmung ruhen. Führen Sie die Lissajous-Kurven ab L 0 aus , daher sollte die Position des Tieres und des Kraftaufnehmers niemals geändert werden. </li><li> Ohne die hypoglossalen Nerven zu stimulieren, werden die Zyklen der passiven Strecken angewendet ( Tabelle 2 ) mit zunehmender Verschiebung (d) dh 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50% L 0 (höhere Amplituden können ein Dual Modus-Controller mit higheR Ausflugswerte als die 305C-LR). Beispielsweise bewirkt eine Amplitude von 40% L &amp; sub0; die Verformung der Zunge von + 20% L &amp; sub0; bis -20% L &amp; sub0 ;. <ol><li> Verwenden Sie feste 2 Hz Sinusfrequenz mit 10 Wiederholungen in jedem Zyklus, für eine Gesamtdauer von 5 s jeden Zyklus. Änderungen der Sinusfrequenz wurden in der Vergangenheit mit Geweben wie dem Zwerchfell 24 verwendet und könnten angenommen werden, um das experimentelle Protokoll zu modifizieren. </li><li> Erlaube 30 s zwischen jedem Zyklus und sorge, dass die Zunge während des ganzen Vorgangs nass ist. HINWEIS: Halten Sie die Zunge nass während der Prozedur und fügen Sie einige Tropfen PBS hinzu. Achten Sie darauf, dass die Rückhaltevorrichtung, die die Backe hält, während der Strecken stabil bleibt, besonders wenn die Verschiebung 40% oder mehr erreicht. </li></ol></li><li> Unmittelbar nach der Fertigstellung des Experiments, während das Tier noch unter einer tiefen chirurgischen Ebene der Anästhesie ist, töten das Tier nach dem genehmigten IACUC Tier protOcol Zerkleinerung der Zunge zur Weiterverarbeitung ( dh gefrorene Schnitte oder Lagerung für biochemische Analysen). </li></ol>

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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Didgeridoo+playing+as+alternative+treatment+for+obstructive+sleep+apnea+syndrome:+randomised+controlled+trial.">Didgeridoo playing as alternative treatment for obstructive sleep apnea syndrome: randomised controlled trial.</a> BMJ. 332 (7536), 266-270 (2006).</li><li>Guimar&#227;es, K. C., Drager, L. F., Genta, P. R., Marcondes, B. F., Lorenzi-Filho, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+oropharyngeal+exercises+on+patients+with+moderate+obstructive+sleep+apnea+syndrome.">Effects of oropharyngeal exercises on patients with moderate obstructive sleep apnea syndrome.</a> Am J Respir Crit Care Med. 179 (10), 962-966 (2009).</li><li>Ueda, H., Almeida, F. R., Chen, H., Lowe, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+2+jaw+exercises+on+occlusal+function+in+patients+with+obstructive+sleep+apnea+during+oral+appliance+therapy:+a+randomized+controlled+trial.">Effect of 2 jaw exercises on occlusal function in patients with obstructive sleep apnea during oral appliance therapy: a randomized controlled trial.</a> Am J Orthod Dentofacial Orthop. 135 (4), 430 (2009).</li><li>Strollo, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Upper-airway+stimulation+for+obstructive+sleep+apnea.">Upper-airway stimulation for obstructive sleep apnea.</a> N Engl J Med. 370 (2), 139-149 (2014).</li><li>Perrier, P., Payan, Y., Zandipour, M., Perkell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influences+of+tongue+biomechanics+on+speech+movements+during+the+production+of+velar+stop+consonants:+A+modeling+study.">Influences of tongue biomechanics on speech movements during the production of velar stop consonants: A modeling study.</a> J Acoust Soc Am. 114 (3), 1582-1599 (2003).</li><li>Connor, N. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tongue+muscle+plasticity+following+hypoglossal+nerve+stimulation+in+aged+rats.">Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats.</a> Muscle &amp; nerve. 47 (2), 230-240 (2013).</li><li>Brady, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AlphaB-crystallin+in+lens+development+and+muscle+integrity:+a+gene+knockout+approach.">AlphaB-crystallin in lens development and muscle integrity: a gene knockout approach.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (12), 2924-2934 (2001).</li><li>Spassov, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+expression+of+myosin+heavy+chain+isoforms+in+the+masticatory+muscles+of+dystrophin-deficient+mice.">Differential expression of myosin heavy chain isoforms in the masticatory muscles of dystrophin-deficient mice.</a> Eur J Orthod. , ciq113 (2010).</li><li>Lever, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Videofluoroscopic+Validation+of+a+Translational+Murine+Model+of+Presbyphagia.">Videofluoroscopic Validation of a Translational Murine Model of Presbyphagia.</a> Dysphagia. 30 (3), 328-342 (2015).</li><li>Gantois, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ablation+of+D1+dopamine+receptor-expressing+cells+generates+mice+with+seizures,+dystonia,+hyperactivity,+and+impaired+oral+behavior.">Ablation of D1 dopamine receptor-expressing cells generates mice with seizures, dystonia, hyperactivity, and impaired oral behavior.</a> Proc Natl Acad Sci. 104 (10), 4182-4187 (2007).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Änderungen des Zungenmetabolismus und / oder der Zusammensetzung, z. B. Zungenfettinfiltration als Folge von Fettleibigkeit, werden voraussichtlich quantifizierbare Veränderungen der durch unser Protokoll beurteilten Parameter bewirken. Die Quantifizierung der Zungenkraft ist von großem Interesse, da ein Ungleichgewicht zwischen protrusiver und retrusiver Aktivität oder Gesamtzungenschwäche zur Okklusion des oberen Atemwegs 15 führen kann . Übungsmethoden, die darauf abzielen, die Zungenstärke zu erhöhen, wurden bei den Ratten 25 , 26 und auch bei den Menschen 27 , 28 , 29 erfolgreich angewendet, wo sie die Schwere der Schlafapnoe effektiv verringert haben. Darüber hinaus ist die hypoglossale Nervenstimulation nun eine chirurgische Behandlung für die obstruktive Schlafapnoe 22 , 23 , 30 . <p cLass = &quot;jove_content&quot;&gt; Unser experimentelles Protokoll zielt darauf ab, den Benutzer bei der Analyse der mechanischen und viskoelastischen Eigenschaften des Zungenmuskels zu begleiten. Die Bewertung dieser Parameter hat einen signifikanten translationalen Wert, der eine Korrelation moderner Bildgebungsergebnisse mit funktionalen Daten ermöglicht. Insbesondere kann diese Technik für mehrere Bereiche relevant sein, darunter die Sprachtherapie 31 , die Schlafmedizin 10 , 25 und die Pathogenese der obstruktiven Schlafapnoe 15 . Das beschriebene Stimulationsprotokoll und die Parameter können leicht modifiziert werden, um andere physiologische Informationen wie die Kraft-Frequenz-Beziehung, die Ermüdbarkeit und die Ermüdungsrückgewinnungskapazität sowie die Kinetik der Muskelkontraktion als Reaktion auf die Stimulation zu erhalten. Bei Verwendung ohne Stimulations-evozierte Kraftmessungen ist das passive Kraft- / Deformations-Protokoll, das wir beschreiben, für wiederholt geeignetAnalyse über die Zeit, da es keine der chirurgischen Verfahren für Nervenstimulation und Kraft Messungen, mit Ausnahme der minimal-invasiven Naht der Zunge verwendet. In diesem Zustand kann die physikalische Länge der Zunge, die durch MRI berechnet wird, als Referenz ( Tabelle 2 , Parameter d) anstelle des gemessenen L 0 verwendet werden . Zu diesem Zweck wird die Verwendung einer injizierbaren Anästhesie die Notwendigkeit einer trachealen Intubation eliminieren. Eine Begrenzung des gegenwärtigen Ansatzes besteht in der Unfähigkeit, zwischen protrusive und retrusiven Komponenten der Zungenkontraktion zu unterscheiden. Die in diesem Protokoll beschriebenen stimulierenden Hakenelektroden sind proximal zur Bifurkation des Nervs angeordnet, wodurch die ganze Zunge stimuliert wird. Andere Gruppen haben die Verwendung von Silikonnervenmanschettenelektroden bei Ratten 19 , 32 oder Kaninchen 21 beschrieben , die alNiedriger selektiver Zugang und Stimulation eines oder beider Zweige der hypoglossalen Nerven. Darüber hinaus würde die Verwendung von injizierbaren Anästhetika anstelle von Isofluran-Inhalation einen besseren Zugang zu der submandibulären Region, wo die hypoglossalen Nerven verzweigen. Mit der Praxis gilt dieses Protokoll für kleinere Tiere wie Mäuse, wo die überwiegende Mehrheit der Krankheitsmodelle derzeit verfügbar ist. Insbesondere sind eine Reihe von Mausmodellen, in denen die Zungenphysiologie verändert ist, 33 , 34 , 35 , 36 bekannt . Die Skalierung erfordert die Verwendung von kleineren chirurgischen Werkzeugen, Elektroden und Trachealkanülen (falls erforderlich) und optional mit einem Kraftgeber, der für niedrigere Kraftbereiche ausgelegt ist.

<html> Die Zunge bietet wesentliche Unterstützung für Mastikation, Schluck, Geschmackssinn und Sprechen. Das Vorhandensein der extrinsischen und intrinsischen Muskulatur, mit deutlicher Innervation und Anatomie / Funktion, erklärt die Einzigartigkeit dieses muskulösen Hydrostat. Jüngste Fortschritte in der bildgebenden Technik haben eine detailliertere Sicht auf ihre komplexe Anatomie gegeben 1 . Eine verminderte Zungenfunktionalität, Zungenatrophie, Dysphagie und Sprachhemmnisse sind auch häufige Manifestationen myopathischer Zustände wie Parkinson 2 , Amyotrophe Lateralsklerose (ALS) 3 , Myotonische Dystrophie (MD) 4 und andere Myopathien. Veränderungen der Muskelzusammensetzung, die mit gemeinsamen Krankheitszuständen verbunden sind, beeinflussen die mechanischen und viskoelastischen Eigenschaften der Zunge. Zum Beispiel hat die Funktionsanalyse der Zungenkraft Änderungen der kontraktilen Eigenschaften, die mit dem Altern verbunden sind, aufgedecktSs = &quot;xref&quot;&gt; 5 , 6 , Hypoxie 7 , 8 und Fettleibigkeit 9 , 10 . Im Falle der Muskeldystrophie führt eine erhöhte Fibrose zu einer höheren Muskelsteifigkeit, was zu einer niedrigeren Einhaltung der Verformung führt, wenn ein Lissajous-Deformationsprotokoll angewendet wird 11 . Umgekehrt verändern Veränderungen des Muskelfettgehalts, wie sie bei adipösen Patienten dokumentiert sind, sowohl den metabolischen als auch die mechanischen Eigenschaften des Skelettmuskels 13 , 14 und werden vorausgesagt, um die Muskelkonformität der Verformung zu erhöhen. Erhöhte Zungenfett korreliert auch mit der Entwicklung der obstruktiven Schlafapnoe (OSA) beim Menschen 17 durch Erhöhung des Zungenvolumens bis zum Punkt der partiellen oberen Atemwegsverschluss (Apnoe) 15 , 16 . SimÄhnlich zum Menschen ist die Zungenfett-Infiltration in fettleibigen Zucker-Ratten 10 dokumentiert, was darauf hindeutet, dass dieses Modell ein wertvolles Werkzeug für das Studium der Auswirkungen der Fettinfiltration auf die Zungenphysiologie ist. Die Messung der Zungenkraft erfordert empfindliche chirurgische Techniken, um die hypoglossalen Nerven zu isolieren und bilateral zu stimulieren 17 , 18 . Solche Techniken wurden bisher in den Ratten 5 , 17 , 19 , 20 , Kaninchen 21 und den Menschen 22 , 23 beschrieben , jedoch mit begrenzten Sehhilfen für den Forscher. Aufgrund seiner hochtechnischen Natur würde die Verfügbarkeit eines detaillierten Protokolls die Zugänglichkeit und Reproduzierbarkeit dieser Technik erheblich verbessern. Das Ziel unseres experimentellen Paradigmas ist krankUstrate eine gültige und zuverlässige Technik zur Messung der Festigkeit und viskoelastischen Eigenschaften der Zunge in einem Rattenmodell. Um dies zu erreichen, wird die Ratte anästhesiert, die hypoglossalen Nerven sind ausgesetzt und die Trachea ist kanüliert, um freien Zugang zur Tierzunge zu gewährleisten. Eine Nahtschleife verbindet dann die Spitze der Zunge mit einem Kraftwandler, der sowohl Kraft als auch Länge steuern kann, während zwei bipolare Hakenelektroden die hypoglossalen Nerven stimulieren, um eine Kontraktion der Zunge zu induzieren. Nachdem die Kraftmessung abgeschlossen ist, werden die Längensteuerungsfähigkeiten des Kraftaufnehmers verwendet, um die Länge der Zunge nach einem Sinuswellenprotokoll mit fester Amplitude (Lissajous-Kurven), Dauer und Frequenz schnell zu ändern, so dass man sich ableiten kann Seine viskoelastischen Eigenschaften 11 , 24 . Das Protokoll führt den Ermittler durch die Sektionsschritte, die Positionierung des Tieres auf dem experimentellen PlatfoRm, Platzierung von Elektroden und schließlich zur Erfassung und Auswertung der Kraft- und Viskoelastizitätsdaten.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="577">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">SurgiSuite (heated Surgical tray)</td>
			<td style="width:99px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:89px;">SurgiSuite-LG</td>
			<td style="width:187px;">Includes heated platform</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">LED Lighting and Magnification Kit</td>
			<td style="width:99px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:89px;">SURGI- 5003</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">RC2 Rodent Circuit Controller</td>
			<td style="width:99px;">VetEquip</td>
			<td style="width:89px;">922100</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:203px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:99px;">Butler Schein Animal Health Supply</td>
			<td style="width:89px;">29405</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">Alcohol Prep</td>
			<td style="width:99px;">Webcol</td>
			<td style="width:89px;">6818</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">Cotton-tipped applicators</td>
			<td style="width:99px;">MediChoice</td>
			<td style="width:89px;">WOD1002</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">Hair clipper</td>
			<td style="width:99px;">Conair</td>
			<td style="width:89px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">Hair remover lotion</td>
			<td style="width:99px;">Nair</td>
			<td style="width:89px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">Medical tape</td>
			<td style="width:99px;">Transpore</td>
			<td style="width:89px;">3M</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">D-PBS</td>
			<td style="width:99px;">Corning</td>
			<td style="width:89px;">21-030-CM</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:203px;">Operating Scissors</td>
			<td style="width:99px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:89px;">503717-12</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Hemostatic Forceps</td>
			<td style="width:99px;">Merit</td>
			<td style="width:89px;">97-458</td>
			<td style="width:187px;">Any tissue forceps can be used instead</td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:203px;">Microdissecting Forceps, Angled, Serrated, 10.2cm, SS</td>
			<td style="width:99px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:89px;">504479</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Suture Tying Forceps</td>
			<td style="width:99px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:89px;">18025-10</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Blunt Micro Hook</td>
			<td style="width:99px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:89px;">10062-12</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Microhemostat</td>
			<td style="width:99px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:89px;">12075-14</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Thermal cautery</td>
			<td style="width:99px;">WPI</td>
			<td style="width:89px;">501292</td>
			<td style="width:187px;">Disposable cauteries are available at lower cost</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">IV 14g x 3.25&#34; cannula</td>
			<td style="width:99px;">BD</td>
			<td style="width:89px;">B-D382268H</td>
			<td style="width:187px;">For tracheal cannulation</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Braided silk non-absorbable suture size 4-0</td>
			<td style="width:99px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:89px;">SP104</td>
			<td style="width:187px;">For stabilization of the tracheal cannula</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Braided non-absorbable silk 5/0 suture</td>
			<td style="width:99px;">Surgik LC, USA</td>
			<td style="width:89px;">ESILRC15387550</td>
			<td style="width:187px;">For suturing the tongue</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Plastic-coated metal twist-tie (or electrical wire)</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:89px;"></td>
			<td style="width:187px;">For securing the rat&#39;s nose to the platform</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:203px;">Camera stick</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:89px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">3 way-swivel and Trilene 9Kg test monofilament line</td>
			<td style="width:99px;">Berkley</td>
			<td style="width:89px;"></td>
			<td style="width:187px;">For securing the jaw and maintaining the mouth open</td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:203px;">Camera stick with adjustable angle</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:89px;"></td>
			<td style="width:187px;">For supporting the 3 way-swivel and maintaining the mouth open.</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:203px;">in situ Muscle Test System</td>
			<td style="width:99px;">Aurora Scientific</td>
			<td style="width:89px;">809C</td>
			<td style="width:187px;">This system is designed for mice and was modified by extending the platform. Alternatively the rat-specific 806D system can be used.</td>
		</tr>
		<tr height="119">
			<td height="119" style="height:119px;width:203px;">Dual-Mode Muscle lever (force transducer)</td>
			<td style="width:99px;">Aurora Scientific</td>
			<td style="width:89px;">305C-LR</td>
			<td style="width:187px;">309C offers higher excursion capabilities than 305C-LR. Link for more information and specifications: http://aurorascientific.com/products/muscle-physiology/dual-mode-muscle-levers/</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Needle Electrodes (surgical steel, 29 gauge)</td>
			<td style="width:99px;">AD Instruments</td>
			<td style="width:89px;">MLA1204</td>
			<td style="width:187px;">300C is recommended for use in mice.</td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:203px;">Magnetic Stands</td>
			<td style="width:99px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:89px;">M10</td>
			<td style="width:187px;">Used for making the bipolar stimulating hook electrodes</td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:203px;">Kite Manual Micromanipulator</td>
			<td style="width:99px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:89px;">KITE-R and KITE-L</td>
			<td style="width:187px;">Require a steel plate</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:203px;">Stackable Double Binding Post with Banana Jack x BNC Jack</td>
			<td style="width:99px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:89px;">6704K13</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:203px;">Carbon fiber composites digital caliper</td>
			<td style="width:99px;">VWR</td>
			<td style="width:89px;">36934-152</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo evaluation of the mechanical and viscoelastic properties of the rat tongue

Die Zunge ist ein sehr innervierter und vaskularisierter Muskel Hydrostat auf dem Boden des Mundes der meisten Wirbeltiere. Seine primären Funktionen sind die Unterstützung Mastikation und Schlupf, sowie Geschmack-Sensing und Phonetik. Dementsprechend kann die Stärke und das Volumen der Zunge die Fähigkeit von Wirbeltieren beeinflussen, grundlegende Aktivitäten wie Füttern, Kommunizieren und Atmen zu erreichen. Menschliche Patienten mit Schlafapnoe haben vergrößerte Zungen, gekennzeichnet durch reduzierten Muskeltonus und erhöhte intramuskuläre Fett, die durch Magnetresonanztomographie (MRT) visualisiert und quantifiziert werden können. Die Fähigkeiten zur Messung der Krafterzeugung und der viskoelastischen Eigenschaften der Zunge stellen wichtige Werkzeuge dar, um funktionelle Informationen zu erhalten, um mit bildgebenden Daten zu korrelieren. Hier präsentieren wir Techniken zur Messung der Zungenkraftproduktion in anästhesierten Zucker-Ratten durch elektrische Stimulation der hypoglossalen Nerven und zur Bestimmung der viskoelastischen Eigenschaften oF die Zunge durch Anwendung passiver Lissajous Kraft / Deformation Kurven.

<img alt="Abbildung 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56006/56006fig3.jpg" /> Abbildung 3: Repräsentative Ergebnisse. (A) Beispiele für erfolgreiche Zuckungen und tetanische Kraftspuren. Die entsprechende Stimulation wird durch die rote Spur dargestellt. (B) Beispiel für erfolglose Zungen-tetanische Kontraktionen durch submaximale Kontraktion (blaue Spur) und indirekte Stimulation der Nackenmuskulatur. Beide Bedingungen können verbessert werden, indem die Stimulationselektroden neu positioniert werden oder der Kontakt zwischen den Elektrodenabschlüssen und dem umgebenden Muskelgewebe vermieden wird. (C) Beispiel für eine Sinuswellenverschiebung von L 0 (25% von L 0 ), die verwendet wird, um die viskoelastischen Eigenschaften der Zunge zu bestimmen. Die durchschnittliche Verlängerung (blaue quadratische) und kürzere (grüne quadratische) Kräfte können verwendet werden, um die Peak-To-Peak-Kraft zu berechnen 24 . Das rote Quadrat inSpezifiziert den Bereich, der für die Analyse berücksichtigt wird (ausgenommen die erste und die letzte Sinuswelle). (D) Darstellung der Kraft- / Verschiebungsbeziehung als Lissajous-Schleifen, wodurch die Verlagerung von 5% auf 50% L 0 erhöht wurde. Die Fläche innerhalb jeder Schleife entspricht dem Energieverlust, definiert als der Unterschied zwischen der Arbeit am Muskel, um sie zu verlängern und die Arbeit, die durch den Muskel gemacht wird, während sie sich nach der Strecke verkürzt. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56006/56006fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Die erwarteten Werte für Zucken und tetanische Kräfte in einer 3 Monate alten Zucker-Ratte (durchschnittliches Körpergewicht 400 g für mageres und 700 g für fettleder Zucker-Ratten) sind in Abbildung 3A dargestellt . Die nach der Stimulation entwickelte tetanische Kraft sollte schnell spitzen (schwarze Pfeilspitze)Und dann langsam abnehmen, bis die Stimulation aufhört. Abbildung 3B zeigt Beispiele für erfolglose Kontraktionen, bei denen die Krafterzeugung vor dem Ende der Stimulation kein Plateau-Niveau erreichte (blaue Linie - zB wenn die Zungenlänge auf einen Wert kleiner als L 0 gesetzt wurde oder wenn der Oberkörper des Tieres nicht ist Ganz stabilisiert), oder bei dem der Stimulus die Kontraktion der Nackenmuskulatur (grüne Linie) auslöste. In den meisten Fällen kann eine sorgfältige Neupositionierung der Elektroden die Kontraktion verbessern. Wenn sich die Nackenmuskeln während der Nervenstimulation sichtbar zusammenziehen, versuchen Sie, jede Kontaktstelle zwischen Elektroden und Muskelgewebe entweder durch Kauterisieren des Muskels zu isolieren oder indem Sie die Elektroden davon weg bewegen. Die Kräfte können durch das durch die MRT gemessene Zungenvolumen normalisiert werden, falls dies verfügbar ist. Eine Alternative zur Verwendung der volumetrischen Daten besteht darin, sich nach der Sektion gegen das Gewicht der Zunge zu normalisieren. 0 erhalten, ist in den 3C und 3D gezeigt . Abbildung 3C zeigt die Längen- und Kraftspuren getrennt, die, wenn sie wie in Abbildung 3D kombiniert werden, die typischen Lissajous-Loop-Spuren erzeugen. Es ist wichtig, sicherzustellen, dass die Zunge zwischen jedem Zyklus nass bleibt, indem man einige Tropfen PBS hinzufügt. Die zunehmende Verschiebung von L 0 entspricht dem höheren Passiv (die Arbeit am Muskel während der Verlängerung) und aktiv (die Arbeit des Muskels bei negativen) Kräften. Die Analyse dieser Spuren kann kompliziert sein. Für die Beschreibung der viskoelastischen Eigenschaften der Zunge kann eine Kurvenanpassung der maximalen Durchschnittskraft und / oder des Massenmittelpunktes für jeden Zyklus verwendet werden. Eine detailliertere Analyse der Lissajous-Arbeitsschleifen wurde von DA Syme 24 beschriebenDie Rattenmembran. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Protokoll </td><td> Pulsspannung (V) </td><td> Pulsfrequenz (Hz) </td><td> Pulsbreite (ms) </td><td> Impulse pro Zug </td><td> Zugdauer (ms) </td></tr><tr><td> Zucken </td><td> 10 </td><td> 2500 </td><td> 0,2 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td></tr><tr><td> Tetanus </td><td> 10 </td><td> 120 </td><td> 0,2 </td><td> 96 </td><td> 800 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Vorgeschlagene Kontraktionsstimulationsparameter. Isometrische Zuckerkontraktion wird durch bilaterale Nervenstimulation mit einem einzigen elektrischen Puls von 10V erhalten, der 0,2 ms dauert. Nach 20 s wird eine tetanische isometrische kontraktion durch stimulierende bilaterale erhaltenMit einem Zug von Impulsen (10 V, 120 Hz Frequenz, für 800 ms). Die Twitch / Tetanus Stimulation wird dreimal mit einem Abstand von 3 - 5 Minuten zwischen jedem Zyklus wiederholt. Die höchsten Zuckungen und höchsten tetanischen Kräfte aus den drei Wiederholungen werden für die Analyse betrachtet. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Gesamtabweichung (d) von L 0 (%) </td><td> Sinusamplitude (% L 0 ) </td><td> Sinusfrequenz (Hz) </td><td> Anzahl der Zyklen </td><td> Zeit zwischen Zyklen (s) </td></tr><tr><td> D </td><td> D / 2 </td><td> 2 </td><td> 10 </td><td> 30 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2: Lissajous Curve Parameter (Sinusförmige Abweichung von L 0 ). Die Anwendung der LissajOus Kraft / Verschiebung Protokoll beginnt 3 - 5 min nach der twitch / tetanus Stimulation. Jeder Zyklus dauert 5 s (10 Wiederholungen bei 2 Hz Frequenz) und wird 30 s nach dem vorherigen durchgeführt. Die% Verschiebung von L 0 (d) nimmt bei jedem Zyklus von einem beliebigen Minimum von 5% bis zu 50% von L 0 zu . Höhere Ausflüge können mit anderen Kraftaufnehmermodellen erreicht werden ( Tabelle 3 ).

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In Vivo Evaluation of the Mechanical and Viscoelastic Properties of the Rat Tongue

Wir beschreiben ein chirurgisches Verfahren in einem anästhesierten Rattenmodell zur Bestimmung des Muskeltonus und der viskoelastischen Eigenschaften der Zunge. Das Verfahren beinhaltet eine spezifische Stimulation der hypoglossalen Nerven und die Anwendung von passiven Lissajous-Kraft- / Deformationskurven auf den Muskel.

In vivo Auswertung der mechanischen und viskoelastischen Eigenschaften der Rattenzunge

The tongue is a highly innervated and vascularized muscle hydrostat on the floor of the mouth of most vertebrates. Its primary functions include ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

In Vivo Evaluation of the Mechanical and Viscoelastic Properties of the Rat Tongue

8.7K Aufrufe.  University of Pennsylvania.  Wir beschreiben ein chirurgisches Verfahren in einem anästhesierten Rattenmodell zur Bestimmung des Muskeltonus und der viskoelastischen Eigenschaften der Zunge. Das Verfahren beinhaltet eine spezifische Stimulation der hypoglossalen Nerven und die Anwendung von passiven Lissajous-Kraft- / Deformationskurven auf den Muskel. 

Serie: In Vivo Evaluation of the Mechanical and Viscoelastic Properties of the Rat Tongue

Quantitative Visualization and Detection of Skin Cancer Using Dynamic Thermal Imaging

In 2010 approximately 68,720 melanomas will be diagnosed in the US alone, with around 8,650 resulting in death 1. To date, the only effective treatment for melanoma remains surgical excision, therefore, the key to extended survival is early detection 2,3. Considering the large numbers of patients diagnosed every year and the limitations in accessing specialized care quickly, the development of objective in vivo diagnostic instruments to aid the diagnosis is essential. New techniques to detect skin cancer, especially non-invasive diagnostic tools, are being explored in numerous laboratories. Along with the surgical methods, techniques such as digital photography, dermoscopy, multispectral imaging systems (MelaFind), laser-based systems (confocal scanning laser microscopy, laser doppler perfusion imaging, optical coherence tomography), ultrasound, magnetic resonance imaging, are being tested. Each technique offers unique advantages and disadvantages, many of which pose a compromise between effectiveness and accuracy versus ease of use and cost considerations. Details about these techniques and comparisons are available in the literature 4.
Infrared (IR) imaging was shown to be a useful method to diagnose the signs of certain diseases by measuring the local skin temperature. There is a large body of evidence showing that disease or deviation from normal functioning are accompanied by changes of the temperature of the body, which again affect the temperature of the skin 5,6. Accurate data about the temperature of the human body and skin can provide a wealth of information on the processes responsible for heat generation and thermoregulation, in particular the deviation from normal conditions, often caused by disease. However, IR imaging has not been widely recognized in medicine due to the premature use of the technology 7,8 several decades ago, when temperature measurement accuracy and the spatial resolution were inadequate and sophisticated image processing tools were unavailable. This situation changed dramatically in the late 1990s-2000s. Advances in IR instrumentation, implementation of digital image processing algorithms and dynamic IR imaging, which enables scientists to analyze not only the spatial, but also the temporal thermal behavior of the skin 9, allowed breakthroughs in the field.
In our research, we explore the feasibility of IR imaging, combined with theoretical and experimental studies, as a cost effective, non-invasive, in vivo optical measurement technique for tumor detection, with emphasis on the screening and early detection of melanoma 10-13. In this study, we show data obtained in a patient study in which patients that possess a pigmented lesion with a clinical indication for biopsy are selected for imaging. We compared the difference in thermal responses between healthy and malignant tissue and compared our data with biopsy results. We concluded that the increased metabolic activity of the melanoma lesion can be detected by dynamic infrared imaging.

We demonstrated that malignant pigmented lesions with increased metabolic activity generate quantifiable amounts of heat and the measurement of the transient thermal response of the skin to a cooling excitation allows quantitative identification of melanoma and other skin cancers (vs. non-proliferative nevi) at an early stage of the disease.

Quantitative Visualisierung und Erkennung von Hautkrebs mit Dynamic Thermal Imaging

In 2010 approximately 68,720 melanomas will be diagnosed in the US alone, with around 8,650 resulting in death 1. To date, the only effective treatment ...

Forschung

Medizin

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

Collection and Extraction of Saliva DNA for Next Generation Sequencing

The preferred source of DNA in human genetics research is blood, or cell lines derived from blood, as these sources yield large quantities of high quality DNA. However, DNA extraction from saliva can yield high quality DNA with little to no degradation/fragmentation that is suitable for a variety of DNA assays without the expense of a phlebotomist and can even be acquired through the mail. However, at present, no saliva DNA collection/extraction protocols for next generation sequencing have been presented in the literature. This protocol optimizes parameters of saliva collection/storage and DNA extraction to be of sufficient quality and quantity for DNA assays with the highest standards, including microarray genotyping and next generation sequencing.

DNA extraction from saliva can provide a readily available source of high molecular weight DNA, with little to no degradation/fragmentation. This protocol provides optimized parameters for saliva collection/storage and DNA extraction to be of sufficient quality and quantity for downstream DNA assays with high quality requirements.

Sammlung und Extraktion von DNA-Speichel für Next Generation Sequencing

The preferred source of DNA in human genetics research is blood, or cell lines derived from blood, as these sources yield large quantities of high quality ...

Handling of the Cotton Rat in Studies for the Pre-clinical Evaluation of Oncolytic Viruses

Oncolytic viruses are a novel anticancer therapy with the ability to target tumor cells, while leaving healthy cells intact. For this strategy to be successful, recent studies have shown that involvement of the host immune system is essential. Therefore, oncolytic virotherapy should be evaluated within the context of an immunocompetent model. Furthermore, the study of antitumor therapies in tolerized animal models may better recapitulate results seen in clinical trials. Cotton rats, commonly used to study respiratory viruses, are an attractive model to study oncolytic virotherapy as syngeneic models of mammary carcinoma and osteosarcoma are well established. However, there is a lack of published information on the proper handling procedure for these highly excitable rodents. The handling and capture approach outlined minimizes animal stress to facilitate experimentation. This technique hinges upon the ability of the researcher to keep calm during handling and perform procedures in a timely fashion. Finally, we describe how to prepare cotton rat mammary tumor cells for consistent subcutaneous tumor formation, and how to perform intratumoral and intraperitoneal injections. These methods can be applied to a wide range of studies furthering the development of the cotton rat as a relevant pre-clinical model to study antitumor therapy.

Cotton rats are extremely excitable and have a strong flight-or-fight response. A handling method optimized to reduce the stress of the animals is described which will make cotton rats more accessible as a preclinical model.

Die Handhabung der Baumwolle Ratte in Studien für die präklinische Bewertung onkolytischer Viren

Oncolytic viruses are a novel anticancer therapy with the ability to target tumor cells, while leaving healthy cells intact.  For this strategy to be ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Depletion von Maus-Zellen aus menschlichem Tumorxenografte deutlich verbessert Downstream-Analyse von Zielzellen

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Re-Arterialized Rat Partial Liver Transplantation with an in vivo Vessel-Oriented 70% Hepatectomy

Split liver transplantation and living liver donor liver transplantation were developed in the clinic to utilize liver organs in a more efficient manner. To better understand the mechanism behind these surgical procedures, a rat partial liver transplantation (PLTx) model was established for relevant surgical studies. Because of the complexity of the rat PLTx model, a protocol with detailed descriptions is required. An article published previously reported a protocol in which ex vivo hepatectomy was used to achieve 50% rat PLTx. In contrast to this protocol, we introduced a re-arterialized PLTx with an in vivo 70% hepatectomy. An updated vessel-oriented hepatectomy was incorporated into the rat PLTx to refine the microsurgical procedure. The portal veins and hepatic arteries of the left lateral lobe and the median lobe were individually dissected and ligated before removal of the liver parenchyma, thereby decreasing the probability of bleeding in the remnant liver stump. Furthermore, an end-to-side vessel anastomosis between the common hepatic artery and the enlarged proper hepatic artery was introduced to re-arterialize the hepatic artery. By using this end-to-side vessel anastomosis technique, the diameter of the anastomosis was enlarged, thereby decreasing the difficulty of hand suture and maintaining a high rate of anastomotic patency. Moreover, the cuff anastomosis of the infrahepatic vena cava was slightly modified. A section of circumferential liver parenchyma around the vena cava of a recipient was preserved during cuff anastomosis to maintain the three-dimensional shape of the vascular lumen. This section of liver parenchyma was removed after completing the anastomosis. With this modification, the step involving placement of stay sutures was omitted, thereby further shortening the cuff anastomosis time. By using this protocol of rat PLTx, a low liver enzyme level, an intact liver lobular architecture and a high survival rate were achieved after microsurgery.

Re-Arterialized Rat Partial Liver Transplantation with an in vivo Vessel-Oriented 70% Hepatectomy

Here, a protocol involving re-arterialized rat partial liver transplantation is presented. Specifically, 70% liver was resected in vivo by using an updated technique of vessel-oriented hepatectomy. The hepatic artery was reconstructed in an end-to-side manner. The cuff technique was modified to shorten the anastomosis time of the infrahepatic vena cava.

Re Arterialized Ratte teilweise Leber Transplantation mit einem in Vivo Schiff-orientierte 70 % Hepatektomie

Split liver transplantation and living liver donor liver transplantation were developed in the clinic to utilize liver organs in a more efficient manner. ...

Evaluation of Cerebral Blood Flow Autoregulation in the Rat Using Laser Doppler Flowmetry

When investigating the body&#39;s mechanisms for regulating cerebral blood flow, a relative measurement of microcirculatory blood flow can be obtained using laser Doppler flowmetry (LDF). This paper demonstrates a closed skull preparation that allows cerebral blood flow to be assessed without penetrating the skull or installing a chamber or cerebral window. To evaluate autoregulatory mechanisms, a model of controlled blood pressure reduction via graded hemorrhage can be utilized while simultaneously employing LDF. This enables the real time tracking of the relative changes in the blood flow in response to reductions in arterial blood pressure produced by the withdrawal of circulating blood volume. This paradigm is a valuable approach to study cerebral blood flow autoregulation during reductions in arterial blood pressure and, with minor modifications in the protocol, is also valuable as an experimental model of hemorrhagic shock. In addition to evaluating autoregulatory responses, LDF can be used to monitor the cortical blood flow when investigating metabolic, myogenic, endothelial, humoral, or neural mechanisms that regulate cerebral blood flow and the impact of various experimental interventions and pathological conditions on cerebral blood flow.

This article demonstrates the use of laser Doppler flowmetry to evaluate the ability of the cerebral circulation to autoregulate its blood flow during reductions in arterial blood pressure.

Auswertung der zerebralen Blutfluss-Autoregulation in der Ratte mit Laser-Doppler-Flowmetrie

When investigating the body&#39;s mechanisms for regulating cerebral blood flow, a relative measurement of microcirculatory blood flow can be obtained ...

A Probing Device for Quantitatively Measuring the Mechanical Properties of Soft Tissues during Arthroscopy

Probing in arthroscopic surgery is performed by pulling or pushing the soft tissue, which provides feedback for understanding the condition of the soft tissue. However, the output is only qualitative based on the &#8220;surgeon&#8217;s feeling&#8221;. Herein is described a probing device developed to address this issue by measuring the resistance of soft tissues quantitatively with a tri-axial force sensor. Under both conditions (i.e., pull- and push-probing certain tissues mimicking the acetabular labrum and cartilage), this probing device is found to be useful for measuring some mechanical properties in joints during arthroscopy.

Probing during arthroscopy surgery is normally done to assess the condition of the soft tissue, but this approach has always been subjective and qualitative. This report describes a probing device that can measure the resistance of the soft tissue quantitatively with a tri-axial force sensor during arthroscopy.

Ein Sondierungsgerät zur quantitativen Messung der mechanischen Eigenschaften von Weichgeweben während der Arthroskopie

Probing in arthroscopic surgery is performed by pulling or pushing the soft tissue, which provides feedback for understanding the condition of the soft ...

Biological Preparation and Mechanical Technique for Determining Viscoelastic Properties of Zonular Fibers

Elasticity is essential to the function of tissues such as blood vessels, muscles, and lungs. This property is derived mostly from the extracellular matrix (ECM), the protein meshwork that binds cells and tissues together. How the elastic properties of an ECM network relate to its composition, and whether the relaxation properties of the ECM play a physiological role, are questions that have yet to be fully addressed. Part of the challenge lies in the complex architecture of most ECM systems and the difficulty in isolating ECM components without compromising their structure. One exception is the zonule, an ECM system found in the eye of vertebrates. The zonule comprises fibers hundreds to thousands of micrometers in length that span the cell-free space between the lens and the eyewall. In this report, we describe a mechanical technique that takes advantage of the highly organized structure of the zonule to quantify its viscoelastic properties and to determine the contribution of individual protein components. The method involves dissection of a fixed eye to expose the lens and the zonule and employs a pull-up technique that stretches the zonular fibers equally while their tension is monitored. The technique is relatively inexpensive yet sensitive enough to detect alterations in viscoelastic properties of zonular fibers in mice lacking specific zonular proteins or with aging. Although the method presented here is designed primarily for studying ocular development and disease, it could also serve as an experimental model for exploring broader questions regarding the viscoelastic properties of elastic ECM&#39;s and the role of external factors such as ionic concentration, temperature, and interactions with signaling molecules.

The protocol describes a method for the study of extracellular matrix viscoelasticity and its dependence on protein composition or environmental factors. The matrix system targeted is the mouse zonule. The performance of the method is demonstrated by comparing the viscoelastic behavior of wild-type zonular fibers with those lacking microfibril-associated glycoprotein-1.

Biologische Präparation und mechanische Technik zur Bestimmung der viskoelastischen Eigenschaften von Zonularfasern

Elasticity is essential to the function of tissues such as blood vessels, muscles, and lungs. This property is derived mostly from the extracellular ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...