Wir danken Molly Stedfast zur Verdünnung und Pestizid-Formulierung Unterstützung. Wir danken auch Troy Anderson für Probit-Analyse Führung und Zachary Adelman für die Unterstützung bei experimentellen Design. Diese Forschung wurde teilweise durch eine Entomologischen Foundation Award und von Virginia Pest Management Stipendienfonds unterstützt.

HINWEIS: Dieses Protokoll enthält zwei Insektizid-Assays für separat Bettwanze Eier und erste instars behandeln. Beide Protokolle wurden die gleichen Insektiziden durchgeführt unter Verwendung von, jedoch mussten die Protokolle angepasst werden Insektizid Exposition und zu leicht, die Proben zu manipulieren. 1. Egg Dipping Insecticide Assay <ol><li> Ziehen gepaart, gut gefütterten erwachsenen weiblichen Bettwanzen aus einer Kolonie, und legen die Weibchen (5-10) in eine Petrischale mit Filterpapier. Mindestens zehn Replikaten, um sicherzustellen, dass es genug Eier für das Insektizid-Test sein. Überprüfen Sie, ob die Weibchen jeden Tag Eier gelegt haben. <ol><li> Sobald sie Eier legen, nehmen die Weibchen aus der Petrischale (6 cm x 5 cm) und sie in neue Petrischalen mit einem neuen Filterpapier täglich und das Datum, an dem alten und neuen Petrischalen aufnehmen. </li><li> Lassen Sie die Eier im Alter von 4 bis 5 Tage vor Beginn des Tests. Die Empfindlichkeit gegenüber Insektiziden Veränderungen während der embryonalen Entwicklung, so ist es wichtig, für die Eier Alter zu steuern. Halten Sie alle Lebensphasen um 12:12 L: D-Photoperiode, 60% relativer Luftfeuchtigkeit und 27 ° C. </li></ol></li><li> Sobald die Eier entsprechend gealtert sind, entfernen Sie die Bettwanze Eier vorsichtig von Filterpapiere Soft-Spitze Pinzette. Vorsichtig kratzen den Boden des Ei auf das Filterpapier angebracht mit der Pinzette und dann ohne Anwendung viel Druck auf das Ei zu werfen Bettwanzen Eier zu begrenzen sanft greifen. </li><li> Die ausgebaute Bettwanzen Eier in ihren jeweiligen Gruppen innerhalb von Petrischalen aus Kunststoff. Begrenzen Sie die statische Elektrizität von Bettwanzen Eier schleudert durch den Boden jeder Petrischale reiben auf der Außenseite mit einem Weichspüler Blatt. Treat Gruppen von Bettwanzen Eier (5-10 Eier pro Gruppe) alle auf einmal. Betrachten wir eine Gruppe, die eine Replikation und verwenden mindestens fünf (oder mehr) repliziert für diesen Test. </li><li> Bereiten Reihenverdünnungen von Insektiziden eine Reihe von 5 verschiedenen Konzentrationen zu erhalten (0,21 bis 21 &amp; mgr; l / ml für Imidacloprid (0,1%) / β-Cyfluthrin (0,5%) und eine SteuerLösung mit Lösungsmittel (Leitungswasser) nur. Machen Sie 20 ml jeder Konzentration genügend Volumen für den Tauch Test zu haben. </li><li> Cut-Zentrifugenröhrchen (50 ml) in der 35 ml Linie median mit einem Drehwerkzeug mit einer Trennscheibe Zubehör und dann ein Loch in den Deckel des Zentrifugenrohr (Durchmesser = 2,54 cm) mit dem gleichen Drehwerkzeug mit einem Aluminium geschnitten Oxid Schleifstein Zubehör. Lassen Sie 5 cm am Rand der Kappe beim Schneiden, so dass die Kappe fest in dem Rohr (Abbildung 1) Schraube wird. </li><li> Schneiden Sie feinmaschigen in Quadrate groß genug , um in die Kappe zu passen (~ 5 cm 2). Schrauben Sie das Gitter fest, alle Unebenheiten zu beseitigen, in die Zentrifugenröhrchen Zentrifugenröhrchen Kappe mit. </li><li> Legen Sie eine Gruppe von Bettwanzen Eier (eine Wiederholung) einen Pinsel auf das Netz innerhalb des Zentrifugenröhrchen verwenden. Tauchen Sie die Gruppe von Bettwanzen im Inneren des geschnittenen Zentrifugenröhrchen in eine Insektizidkonzentration für 5 Sekunden. </li><li> Entfernen Sie die Zentrifugenröhrchen aus the Insektizidlösung. Trocknen Sie das Gitter mit den Eiern im Inneren durch das Zentrifugenröhrchen direkt auf ein Labor Gewebe platzieren. </li><li> Entfernen Sie die Gruppe von Eiern aus dem Zentrifugenröhrchen einen kleinen, fein Borste Pinsel und legen Sie sie in eine saubere Petrischale mit einem sauberen Filterpapier. </li><li> Nehmen Sie Ei-Sterblichkeit (Ausfall zu schlüpfen) für 14 Tage alle Eier, um sicherzustellen, haben genügend Zeit zu schlüpfen musste. </li><li> Richtige für die Mortalität in der Kontrollbehandlung Abbott-Formel (% Test Mortalität -% Kontrollmortalität / 100 - Kontrollmortalität x 100). </li><li> Legen Sie aufgezeichnet Mortalität im Zusammenhang mit den entsprechenden Konzentrationen in die Analysesoftware 15 LC 50 Werte zu berechnen. </li></ol> 2. Erste Instar Insecticide Assay <ol><li> Trennen Sie eine Gruppe von gut genährten Bettwanzen (5 erwachsene Männer und 5 erwachsene Frauen), vorzugsweise 1 Tag vor gefüttert, und legen Sie sie in eine Petrischale (6 cm x 5 cm) mit Filterpapier für matin vorgeseheng und Eiablage. Lassen Sie die erwachsenen Bettwanzen Eier zu paaren und legen für etwa 7-9 Tage. Zur Fütterung verwenden , um eine künstliche Ernährung System , das Warmwasser in Glasröhrchen umgebenden Blut 16 zirkuliert. Für diese Studie verwenden defibronated Kaninchenblut. </li><li> Entfernen Sie die Erwachsenen von den Petrischalen (6 cm x 5 cm) und lassen Sie die Eier in die erste instars in den Petrischalen zu schlüpfen. Es dauert ungefähr 7-9 Tage für Eier Bettwanze bei Raumtemperatur zu schlüpfen. </li><li> Sammeln Sie die unfed ersten instars des gleichen Alters mit einem Pinsel. Das Alter kann durch Entfernen der ersten instars täglich bestimmt werden und die Aufzeichnung der Tag sie ausgebrütet. Legen Sie sie in neue, saubere Petrischalen bis zum Insektizid-Test. Erste instar Nymphen sind nicht sehr Trocknungs resistent, so sollte das Insektizid-Test so schnell wie möglich abgeschlossen werden. </li><li> Für den Test vorbereiten Reihenverdünnungen von Imidacloprid / β-Cyfluthrin eine Reihe von 5 verschiedenen Konzentrationen und eine Steuer solu zu bekommention nur mit Lösungsmittel. Formulierte Produkte für Bettwanze Kontrolle in den Vereinigten Staaten markiert wurden für diese Untersuchungen verwendet daher das Lösungsmittel Wasser (nach dem Etikett). </li><li> Pipette 150 ul Aliquots jeder Insektizidkonzentration und Wasser für die Kontrollgruppe auf einzelnen Filterpapiere (# 1; 4,2 cm Durchmesser). das Insektizid über das gesamte Filterpapier verteilen sich um den gesamten Rand und in der Mitte des Filterpapiers mit der Pipettiervorrichtung Tröpfchen durch Anwendung. </li><li> Legen Sie die behandelten Filterpapiere individuell auf einzelne Hartfaserplatten (7 cm 2). </li><li> Veröffentlichung Gruppen erster instars (5 bis 10 pro Gruppe) auf die einzelnen Filterpapiere, während noch nass mit Insektizid und decken die erste instars mit einem umgekehrten Boden einer Petrischale. </li><li> Legen Sie ein Gewicht auf der Petrischale, die ersten instar Bettwanzen zu verhindern, dass die behandelte Oberfläche zu entkommen. </li><li> Die Mortalität der ersten instar Bettwanzen nach 24 h Exposition gegenüber allenInsektizid-Konzentrationen. </li><li> Richtige für die Mortalität in der Kontrollbehandlung Abbott-Formel (% Test Mortalität -% Kontrollmortalität / 100 - Kontrollmortalität x 100). </li><li> Legen Sie aufgezeichnet Mortalität und Konzentrationen in die Analysesoftware 15 LC 50 Werte zu berechnen. </li></ol>

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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+age+and+larval+nutrition+on+phenotypic+expression+of+insecticide-resistance+in+Anopheles+mosquitoes.">Effects of age and larval nutrition on phenotypic expression of insecticide-resistance in Anopheles mosquitoes.</a> PLoS One. 8 (3), (2013).</li><li>Outram, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+the+resistance+of+insect+eggs+to+sulphuryl+fluoride-II:+the+distribution+of+sulphuryl-35+S+fluoride+in+insect+eggs+after+fumigation.">Factors affecting the resistance of insect eggs to sulphuryl fluoride-II: the distribution of sulphuryl-35 S fluoride in insect eggs after fumigation.</a> J. Stored. Prod. Res. 3, 353-358 (1967).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

A critical step in this assay is to ensure that no eggs that are removed from a surface are damaged prior to the assay. Many insects cement their eggs to a substrate, therefore, a preliminary test may be needed to ensure that removal does not cause mortality. This test can be conducted with several replications of a treated group (bed bugs removed from filter paper) compared to a control group (bed bugs not removed). Similar low rates of mortality (or no mortality) between the treated and control group will ensure that removal did not cause egg mortality. Thus, any mortality recorded for the insecticide assay should be due to the insecticide treatment. The same preliminary experiment can be conducted using first instars to ensure that methods for collecting do not kill the experimental insects. All experiments conducted later should include control replications that do not receive insecticide but are treated with the solvent (for these experiments, tap water was the solvent). 
Preliminary experiments should be conducted with the recommended label rate for formulated products and then serially diluted to determine the correct concentrations to produce a concentration response curve of mortality ranging from 20-80%. Previous insecticide studies on the same insects or compounds may also be insightful when trying to determine the appropriate concentration. Concentrations will need to be modified dependent upon the insect, life stage, and compound used. New solutions should be made each time an experiment is conducted. 
The exposure of first instars to wet residues was necessary to get high mortality. Although this life stage is considered more susceptible to insecticides than older nymphs and adults, high mortality was still difficult to obtain with formulated products. Submerging the first instars into insecticides similar to the eggs was not plausible because of the resultant high mortality, thus this was a limitation to the study. The alternative first instar bioassay was manipulated to maintain first instars on surfaces to force constant contact with the treatment.
Dry residue assays and bottle assays commonly used for insecticide efficacy and resistance studies do not provide methodology for testing against multiple insect life stages17. These assays are often used to determine resistance in insects, and not to test insecticide efficacy. There are limited studies on egg dipping toxicological studies and none that have reported a standard methodology previously that can be repeated for multiple insect species.
This study provides a protocol for testing insecticide efficacy against bed bug eggs and first instars. Efficacy should be evaluated in different life stages, if not all, for a more holistic view of the efficacy of a treatment program. This consideration is important because an insect's susceptibility to insecticides changes with age and development 18. While age is an important factor in insecticide susceptibility, a factor in egg insecticide susceptibility is the eggshell. The eggshell provides a barrier to insecticides and makes insect eggs particularly difficult to control19. 
These toxicological assays provide researchers a way to evaluate insecticide toxicity against various life stages of insects. Insecticidal solutions are prepared to evaluate mortality and to determine LC50 concentrations. While this protocol was used for formulated products, the steps can be manipulated for technical grade compounds and for a variety of insects and life stages to evaluate toxicity.

Bettwanzen sind eine bedeutende städtische Schädlingsbekämpfung , die Blutverlust verursachen können, Hautreizungen, Schlaflosigkeit, Depression und Angst in ihren menschlichen Wirten 1, 2, 3, 4, 5, 6. Die Kosten für die Beseitigung und Kontrolle Bettwanzen sind hoch und oft erfordern mehrere Besuche in einem Haus von einem Schädlingsbekämpfung Unternehmen 7. Mehrere Besuche sind in der Regel wegen des kryptischen Verhalten von Bettwanzen erforderlich und die Schwierigkeiten, die mit ihnen zu töten. Insbesondere sind Bettwanzen Eier schwierig wegen ihrer geringen Größe zu kontrollieren und den Schutz des Embryos durch die Eischale. Derzeit ist eine gängige Praxis für viele Schädlingsbekämpfung Unternehmen in den Vereinigten Staaten ein Haus für Bettwanzen zu behandeln, ein chemisches Insektizid verwendet wird. Es ist allgemein Bekanntdass die Eier schwer zu kontrollieren sind, haben so viele Unternehmen 8 einen zweiwöchigen Zeitrahmen für die Wieder Behandlungen umgesetzt. Auf diese Weise können Bettwanzen Eier genug Zeit zu schlüpfen, so dass das erste Larvenstadium entstehen und angeblich leichter sein, mit Insektiziden zu töten. Allerdings gibt es einen Mangel an Studien, die die Wirksamkeit von flüssigen Insektiziden gegen Bettwanzen Eier und erste instars Auswertung. Insekteneier wurden die schwierigsten Lebensphase zu steuern, in städtischen Schadinsekten, andere als Bettwanzen, zusätzlich zu den vielen landwirtschaftlichen Schädlingen zu dokumentieren. Die meisten dieser Schwierigkeiten wurden in der Eierschale zurückgeführt, während einige Studien Insektizidresistenz berichteten. Der Widerstand im Ei - Stadium hat in Triatoma infestans 9, Pediculus humanus capitis 10 dokumentiert, Plutella xylostella 11, Rhyzopertha dominica 12, <em&gt; Cimex lectularius 13 und mehrere gespeicherte Produkt Käfer (dh Getreideplattkäfer, Tribolium castaneum, Cryptolestes ferrugineus und Rhyzopertha dominica). 14 Die Entwicklung des Widerstandes im Ei - Stadium und unreifen Stadien sowie mit Insektizid Penetration durch die Eischale verbundenen Komplikationen, erfordert die Notwendigkeit Insektizid Wirksamkeit Biotests gegen diese Lebensphasen. Dieses Protokoll ein Verfahren Schritt- für -Schritt stellt die Wirksamkeit von Insektiziden im Ei und erste Larvenstadium Stadium der gemeinsamen Bettwanzen zur Bestimmung, Cimex lectularius. Beide Protokolle sind Konzentrations-Wirkungs - Assays Quantifizierung der LC 50 -Werte zu ermöglichen. Konzentrations-Wirkungs-Assays sind für toxikologische Studien häufig verwendet, aber dieses Protokoll für die einfache Behandlung von Gruppen von Bettwanzen Eier und erste instars angepasst wurde. Diese Assays können angepasst werden,für verschiedene Insektenarten Eier und unreifen Lebensphasen.

<table><tbody><tr><td>Petri dishes</td><td>Fisher Scientific Inc.</td><td>08-757-105</td><td>Plastic</td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>Whatman</td><td>1001-042</td><td></td></tr><tr><td>Featherweight forceps</td><td>Fisher Scientific Inc.</td><td>4750</td><td></td></tr><tr><td>Temprid SC (imidacloprid/bifenthrin)</td><td>Bayer CropScience</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transport GHP (acetamiprid/bifenthrin)</td><td>FMC Corp.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge tube</td><td></td><td>06-443-18</td><td>50 mL; flat-top threaded</td></tr><tr><td>Fine mesh</td><td></td><td>7250C</td><td></td></tr><tr><td>KimWipe</td><td></td><td>06-666A</td><td>11 cm x 21 cm</td></tr><tr><td>Small paint brush</td><td></td><td></td><td>Any small paint brush</td></tr><tr><td>Hardboard panels</td><td></td><td></td><td>Composite wood or tile would be sufficient from a home improvement store</td></tr><tr><td>Metal weights</td><td></td><td></td><td>Any type of metal screw that will hold the weight of the Petri dish down onto a surface</td></tr></tbody></table>

a method for evaluating insecticide efficacy against bed bug, cimex lectularius, eggs and first instars

Standard-Toxizität Auswertungen von Insektiziden gegen Insektenschädlinge sind auf erwachsene Insekten in erster Linie durchgeführt. Auswertungen basieren auf einer Dosis-Wirkungs-oder Konzentrations-Wirkungs-Kurve, wo die Mortalität erhöht, wenn die Dosis oder Konzentration eines Insektizids erhöht wird. Standard - letale Konzentration (LC 50) und letale Dosis (LD 50) Tests , die in 50% Sterblichkeit einer Testpopulation führen kann zur Auswertung Toxizität von Insektiziden gegen nicht ausgewachsene Tier Lebensphasen eine Herausforderung sein, wie Eier und frühen Larvenstadium oder Nymphenstadien . Allerdings ist diese Information für das Verständnis Insektizid Wirksamkeit in allen Bettwanze Lebensphasen, die die Bemühungen um Kontrolle und Behandlung betrifft. Dieses Protokoll verwendet ein Standard-Bioassay Tauchen für Bettwanzen Eier modifiziert und einen Kontakt insektizide Assay für nymphal erste instars Behandlung. Diese Assays erzeugen eine Konzentrations-Wirkungs - Kurve zu weiteren LC 50 -Werte für Insektizid Auswertungen zu quantifizieren.

Die Eier wurden eingetaucht in 5 verschiedenen Konzentrationen von Imidacloprid / β-Cyfluthrin (ul / ml). Die ersten instars wurden auf behandelten Oberflächen von fünf verschiedenen Konzentrationen von Imidacloprid / β-Cyfluthrin (Figur 2) plaziert. Wir haben drei verschiedene Populationen von C. lectularius: Harlan, Richmond, und epische Center (Tabelle 1). Die Harlan Stamm ist anfällig für Pyrethroid-Insektizide und wurde im Jahr 2005 von Dr. Harold Harlan übernommen. Die Richmond und epische-Center-Stämme sind sowohl resistent gegen Deltamethrin. Der Richmond-Stamm wurde von einer älteren Gruppe zu Hause in Richmond, VA im Jahr 2008. The Epic-Center-Stamm gesammelt wurde 2008 in Cincinnati gesammelt, OH. Höhere LC 50 Werte zeigten , dass eine höhere Konzentration erforderlich war , 50% der zu tötenTestpopulation Eier von Richmond und Epische-Center-Stämme. Ähnlich wie bei den Eiern, benötigt die ersten instars von den Richmond und epische Zentrum Populationen höhere Konzentrationen des Insektizids 50% der Testpopulation zu töten. Die LC 50 Werte , gefolgt von verschiedenen Buchstaben sind signifikant verschieden. <img alt="Abbildung 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55092/55092fig1.jpg" /> Abbildung 1. Foto des modifizierten Zentrifugenröhrchen. Ein Loch wurde in der Kappe ausgeschnitten, so dass ein quadratisches Stück Netz kann in die Kappe eingeschraubt werden. Die Maschenstücke können entfernt und ersetzt werden, wenn verschiedene Insektizide verwenden. Die Bettwanze Eier werden direkt auf das Netz mit einem Pinsel und dann unter Wasser in die Insektizid-Lösungen für den Tauchtest gegeben. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55092/55092fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55092/55092fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieses figur anzuzeigen</a>e. <img alt="Figur 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55092/55092fig2.jpg" /> Abbildung 2. Darstellung einer Dosis-Wirkungs-Diagramm. Die prozentuale Reaktion (Mortalität) von Harlan Stamm Bettwanze Eier zu Imidacloprid / β-Cyfluthrin ist auf der y-Achse und die Log-Konzentration aufgetragen, dass die Bettwanzen ausgesetzt waren auf der x-Achse dargestellt wird. Ei Mortalität erhöht, wie die Dosis erhöht und Mortalität erreichte 100% bei der höchsten getesteten Konzentration. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Das Leben Bühne / Dehnungs </td><td colspan="2"> n </td><td> LC 50 (95% CI) </td><td> Slope ± SE </td><td> X 2 (df) </td></tr><tr><td> Eier </td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Harlan </td><td colspan="2"> 250 </td><td> 0.41a (<html> 0,276-0,548) </td><td> 1,86 ± 0,24 </td><td> 33,42 (23) </td></tr><tr><td> Richmond </td><td colspan="2"> 320 </td><td> 1.23b (0,59-2,10) </td><td> 1,13 ± 0,14 </td><td> 82,57 (30) </td></tr><tr><td> Epische-Center </td><td colspan="2"> 400 </td><td> 2.10b (1,049-4,587) </td><td> 0,95 ± 0,10 </td><td> 149.91 (38) </td></tr><tr><td> Erste Instars </td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Harlan </td><td colspan="2"> 150 </td><td> 0.04a (0,030-0,063) </td><td> 2,16 ± 0,34 </td><td> 38,17 (28) </td></tr><tr><td> Richmond </td><td colspan="2"> 195 </td><td> 4.81b (1,94-10,26) </td><td> 0,66 ± 0,12 </td><td> 45,87 (37) </td></tr><tr><td> Epische-Center </td><td colspan="2"> 190 </td><td> 19.72b (8,18 bis 184,48) </td><td> 0,75 ± 0,17 </td><td> 45,39 (36) </td></tr></tbody></table>&quot;&gt; Tabelle 1. Vergleich von Bettwanzen Ei und erste instar LC 50 Werte geändert von Campbell und Miller 2015 13.

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A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug,  Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Insecticide Evaluierungen werden häufig gegen erwachsenen Insekten gezielt, anstatt unreifen Stadien. Hier präsentieren wir ein Protokoll für Insektizide gegen Bettwanzen Eier mit einem Vergleich zum ersten nymphal Bett Bug Bühne zu bewerten. Diese Protokolle könnten für andere Insekten angepasst werden, um Insektizid Wirksamkeit bei Non-Adult Lebensphasen zu bewerten.

Ein Verfahren zur Bewertung Insecticide Wirksamkeit gegen Bettwanzen,<em&gt; Cimex lectularius</em&gt;, Eier und First Instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or ...

a-method-for-evaluating-insecticide-efficacy-against-bed-bug-cimex

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Environment

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug, Cimex lectularius, Eggs and First Instars

11.2K Aufrufe.  University of Florida.  Insecticide Evaluierungen werden häufig gegen erwachsenen Insekten gezielt, anstatt unreifen Stadien. Hier präsentieren wir ein Protokoll für Insektizide gegen Bettwanzen Eier mit einem Vergleich zum ersten nymphal Bett Bug Bühne zu bewerten. Diese Protokolle könnten für andere Insekten angepasst werden, um Insektizid Wirksamkeit bei Non-Adult Lebensphasen zu bewerten. 

Serie: A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug,  Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and rates of mortality in populations, which has a variety of applications in ecology, including agricultural ecosystems. Horizontal, or cohort-based, life tables provide for the most direct and accurate method of quantifying vital population rates because they follow a group of individuals in a population from birth to death. Here, protocols are presented for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field that takes advantage of the sessile nature of the immature life stages of a global insect pest, Bemisia tabaci. Individual insects are located on the underside of cotton leaves and are marked by drawing a small circle around the insect with a non-toxic pen. This insect can then be observed repeatedly over time with the aid of hand lenses to measure development from one stage to the next and to identify stage-specific causes of death associated with natural and introduced mortality forces. Analyses explain how to correctly measure multiple mortality forces that act contemporaneously within each stage and how to use such data to provide meaningful population dynamic metrics. The method does not directly account for adult survival and reproduction, which limits inference to dynamics of immature stages. An example is presented that focused on measuring the impact of bottom-up (plant quality) and top-down (natural enemies) effects on the mortality dynamics of B. tabaci in the cotton system.

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables allow quantification of the sources and rates of mortality in insect populations and contribute to understanding, predicting and manipulating population dynamics in agroecosystems. Methods for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field for an insect with sessile immature life stages are presented.

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Forschung

Umwelt

Functional Characterization of Carboxylesterases in Insecticide Resistant House Flies, Musca Domestica

Carboxylesterase-mediated metabolism is thought to play a major role in insecticide resistance in various insects. Several carboxylesterase genes were found up-regulated in the resistant house fly strain, whereas their roles in conferring insecticide resistance remained to be explored. Here, we designed a protocol for the functional characterization of carboxylesterases. Three example experiments are presented: (1) expression and isolation of carboxylesterase proteins through a baculovirus-mediated insect Spodoptera frugiperda (Sf9) cell expression system; (2) a cell-based MTT (3-[4, 5-dimethykthiazol-2-yl]-2, 5-diphenyltetrazolium bromide) cytotoxicity assay to measure the tolerance of insect cells to different permethrin treatments; and (3) in vitro metabolic studies to explore the metabolic capabilities of carboxylesterases toward permethrin. The carboxylesterase gene Md&#945;E7 was cloned from a resistant house fly strain ALHF and used to construct a recombinant baculovirus for Sf9 cells infection. The cell viabilities against different permethrin treatments were measured with the MTT assay. The enhanced cell tolerance of the experimental group (Md&#945;E7-recombinant baculovirus infected cells) compared with those of the control groups (CAT-recombinant baculovirus infected cells and GFP-recombinant baculovirus infected cells) to permethrin treatments suggested the capabilities of Md&#945;E7 in metabolizing insecticides, thereby protecting cells from chemical damages. Besides that, carboxylesterase proteins were expressed in insect Sf9 cells and isolated to conduct an in vitro metabolic study. Our results indicated a significant in vitro metabolic efficiency of Md&#945;E7 toward permethrin, directly indicating the involvement of carboxylesterases in metabolizing insecticides and thus conferring insecticide resistance in house flies.

Functional Characterization of Carboxylesterases in Insecticide Resistant House Flies, Musca Domestica

Here, we present a protocol to produce house fly carboxylesterase proteins in vitro with a baculovirus mediated insect cell expression system and later functionally characterize their roles in metabolizing permethrin, thereby, conferring pyrethroid resistance by conducting cell-based MTT assay and in vitro metabolic studies.

Funktionelle Charakterisierung von Carboxylesterases in Insektizid gegen Stubenfliegen, Musca Domestica

Carboxylesterase-mediated metabolism is thought to play a major role in insecticide resistance in various insects. Several carboxylesterase genes were ...

Biochemie

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

Festsetzung des Ei Befruchtung Tabak Tabaci mit einer zytogenetischen Technik

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

Genetik

Methodology to Test Control Agents and Insecticides Against the Coffee Berry Borer Hypothenemus hampei

Prior to recommending insecticides to treat the coffee berry borer (CBB) Hypothenemus hampei, it is valuable to know the mortality and repellency of these insecticides against adult insects or their impact on reproductive output. However, currently available methods assess adult mortality only, limiting the selection of novel insecticides with a different mode of action. In this work, different experimental methods were examined to identify the diverse effects on the CBB under laboratory conditions. For this, green coffee fruits (GFs) were collected and disinfected by immersion in sodium hypochlorite solution followed by UV light irradiation. In parallel, CBB adults from a colony were disinfected by immersion in sodium hypochlorite solution. To assess fruit protection (preinfestation), the fruits were placed in plastic boxes, and the insecticides were applied. Then, the CBB adults were released at a rate of two CBBs per GF. The GFs were left under controlled conditions to evaluate CBB infestation and survival after 1, 7, 15, and 21 days. To evaluate insecticide efficacy after CBB infestation (postinfestation), CBB adults were released to the GFs in a 2:1 ratio for 3 h at 21 &#176;C. Infested fruits showing CBB adults with their abdomens partially exposed were selected and placed in 96-well racks, and the CBBs boring into the fruits were treated directly. After 20 days, the fruits were dissected, and the CBB biological stages inside each fruit were recorded. The GFs served as substrates that mimic natural conditions to evaluate toxic, chemical, and biological insecticides against the CBB.

Methodology to Test Control Agents and Insecticides Against the Coffee Berry Borer Hypothenemus hampei

A method using green coffee fruits (GFs) was developed to test the toxicity of insecticides against the coffee berry borer (CBB). Insecticides or toxic substances were applied to disinfected GFs before or after CBB infestation. Insect mortality, repellency, and reproductive capacity, in addition to other parameters, were evaluated.

Methodik zum Testen von Kontrollmitteln und Insektiziden gegen den Kaffeebeerenzünsler Hypothenemus hampei

Prior to recommending insecticides to treat the coffee berry borer (CBB) Hypothenemus hampei, it is valuable to know the mortality and repellency of these ...

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

Bioassays zur Überwachung Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

Biologie

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Verwenden von Einzel Sensillum Aufnahme auf Riech Neuron Antworten von Bed Bugs zu Semiochemicals Detect

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Neurowissenschaften

Protocols for Testing the Toxicity of Novel Insecticidal Chemistries to Mosquitoes

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such as Zika, dengue and malaria. Assays for rapid, high-throughput analyses of unformulated novel chemistries against mosquito larvae and adults are presented. We describe protocols for single point-dose and dose response assays to evaluate the toxicity of small molecule chemistries to the Aedes aegypti vector of Zika, dengue and yellow fever,&#160;the malaria vector, Anopheles gambiae and the northern house mosquito, Culex quinquefasciatus, on contact and via ingestion. As an example, we evaluated the toxicity of amitriptyline, a small molecule antagonist of G protein-coupled receptors, via larval, adult topical and adult blood-feeding assay. The protocols provide a starting point to investigate insecticide potential. Results are discussed in the context of additional experiments to explore product applications and mechanisms for delivery.

Protocols are described for assessing the toxicity of chemistries to immature and adult mosquitoes for development as new classes of larvicides, adulticides and endectocides. The protocols enable high-throughput testing of multiple chemistries at single-point dose and subsequent evaluation via dose response assay to determine toxicity on contact or via ingestion.

Protokolle für die Prüfung der Toxizität von neuartigen Insektizide Chemikalien, Mücken

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Topische Anwendung Bioassay zur Quantifizierung der Insektizidtoxizität für Moskitos und Fruchtfliegen

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Abschätzung phytochemischer Effekte auf Helicoverpa armigera durch Fütterungsassay

Developing a Feeding Assay System for Evaluating the Insecticidal Effect of Phytochemicals on Helicoverpa armigera

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and agricultural productivity. In response, plants produce several phytochemicals that negatively impact the insect's growth and survival. This protocol demonstrates an obligate feeding assay method to evaluate the effect of a phytochemical (quercetin) on insect growth, development, and survival. Under controlled conditions, the neonates were maintained until the second instar on a pre-defined artificial diet. These second-instar larvae were allowed to feed on a control and quercetin-containing artificial diet for 10 days. The insects' body weight, developmental stage, frass weight, and mortality were recorded on alternate days. The change in body weight, the difference in feeding pattern, and developmental phenotypes were evaluated throughout the assay time. The described obligatory feeding assay simulates a natural mode of ingestion and can be scaled up to a large number of insects. It permits one to analyze phytochemicals' effect on the growth dynamics, developmental transition, and overall fitness of H. armigera. Furthermore, this setup can also be utilized to evaluate alterations in nutritional parameters and digestive physiology processes. This article provides a detailed methodology for feeding assay systems, which may have applications in toxicological studies, insecticidal molecule screening, and understanding chemical effects in plant-insect interactions.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung und Herausforderungen von Fütterungsassays für die Schädlingsbekämpfung von Insekten 

This protocol describes the obligate feeding assay to evaluate the potentially toxic effect of a phytochemical on the lepidopteran insect larvae. This is a highly scalable insect bioassay, easy to optimize the sublethal and lethal dose, deterrent activity, and physiological effect. This could be used for screening eco-friendly insecticides.

Entwicklung eines Fütterungs-Assay-Systems zur Bewertung der insektiziden Wirkung von sekundären Pflanzenstoffen auf Helicoverpa armigera

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and ...

Ein Verfahren zur Bewertung Insecticide Wirksamkeit gegen Bettwanzen,

Zusammenfassung

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Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Funktionelle Charakterisierung von Carboxylesterases in Insektizid gegen Stubenfliegen, Musca Domestica

Festsetzung des Ei Befruchtung Tabak Tabaci mit einer zytogenetischen Technik

Methodik zum Testen von Kontrollmitteln und Insektiziden gegen den Kaffeebeerenzünsler Hypothenemus hampei

Bioassays zur Überwachung Insecticide Resistance

Verwenden von Einzel Sensillum Aufnahme auf Riech Neuron Antworten von Bed Bugs zu Semiochemicals Detect

Protokolle für die Prüfung der Toxizität von neuartigen Insektizide Chemikalien, Mücken

Topische Anwendung Bioassay zur Quantifizierung der Insektizidtoxizität für Moskitos und Fruchtfliegen

Entwicklung eines Fütterungs-Assay-Systems zur Bewertung der insektiziden Wirkung von sekundären Pflanzenstoffen auf Helicoverpa armigera

Entwicklung eines Fütterungs-Assay-Systems zur Bewertung der insektiziden Wirkung von sekundären Pflanzenstoffen auf Helicoverpa armigera