We acknowledge financial support from Institute of Food research BBSRC Core Strategic Grant funds, BBSRC Project BB/J004545/1.

1. Die Proteolyse und Analyse von Referenz Myoglobins <ol><li> Proteolyse von Referenz Myoglobinen <ol><li> Bereiten Sie Lösungen der gereinigten Referenz Myoglobinen (Bereich 0,2 bis 0,5 mg / ml in 25 mM Ammoniumbicarbonat) 3. </li><li> 1 ml-Aliquots von jeder Probe zu 2 ml-Zentrifugenröhrchen. </li><li> Thermisch denaturiert, das die extrahierten Proteine ​​durch die Probe in einem heißen Block Erhitzen bei 95 ° C für 30 min. Die Probe wird für etwa 15 Minuten, bis es Zimmertemperatur erreicht. In 30 mg Harnstoff (Endkonzentration 0,5 M), um die Verdauung zu verbessern, dann mischen. </li></ol></li><li> Tryptic Proteolyse <ol><li> Bereiten Sie eine 1 mg / ml-Lösung von Trypsin in 25 mM Ammoniumbicarbonat und lagern auf Eis nach Bedarf. Um ein ausreichendes Volumen an Trypsin , so dass das endgültige Enzymaktivität 420 BAEE ist (N- Benzoyl-L-Arginin - Ethylester - Hydrochlorid) Einheiten / mg Protein extrahiert, dann mischen durch vorsichtiges Vortexen und lassen über Nacht bei 3 bis proteolyze7 ° C. </li><li> Durchführung Natriumdodecylsulfat - Polyacrylamid - Gelelektrophorese (SDS-PAGE) 17 , um die Vollständigkeit der Proteolyse zu demonstrieren. </li></ol></li><li> Die Entsalzung der Post-Proteolyse Probe <ol><li> Verdünnen Sie die Probe 1: 2 v: v mit Wasser. </li><li> Aktivieren eines polymeren Reversed-Phase (RP) Patrone mit 30 mg RP-Material durch Zugabe von 1 ml Methanol gefüllt, äquilibrieren dann die Kassette durch Zugabe von 1 ml 1% Ameisensäure. </li><li> Legen Sie die Probe auf die Patrone unter der Schwerkraft. </li><li> Waschen mit 1 ml von 5% Methanol / 1% Ameisensäure unter Schwerkraft. </li><li> Eluieren die Peptide mit 1 ml Acetonitril / Wasser (90:10 v: v; 0,1% Ameisensäure) unter Schwerkraft in 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen vorbefüllt mit 5 &amp; mgr; l Dimethylsulfoxid (DMSO). </li><li> Entferne das Lösungsmittel unter Vakuum bei 50 ° C unter Verwendung eines Zentrifugal-Verdampfer für 120 min, dann abgeblasen, und der Rückstand in 250 ul Acetonitril / Wasser (3:97 v: v; 0,1% Ameisensäure). </li><li> Übertragungdie Lösung auf ein kleines Volumen Autosampler Fläschchen. Anmerkung: Die Proben können bei 4 ° C, bis sie bereit für die Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie (LC / MS) Analyse gespeichert werden. </li></ol></li><li> Die Erzeugung von Übergangs-Listen für MRM <ol><li> Suchen Sie die Myoglobin-Sequenzen für die verschiedenen Fleischsorten aus der UniProt Datenbank. </li><li> Geben Sie die Myoglobin - Sequenzen in das &quot;Ziel&quot; Feld des Peptids und des Übergangs Vorhersagesoftware (zB Skyline). Falls erforderlich, schweben ein Peptid seine Fragmentliste zu offenbaren über. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Einstellungen&quot; und wählen Sie &quot;Peptid-Einstellungen&quot;. Geben Sie die Einstellungen für die Verdauung (dh Trypsin) und die Anzahl der verpassten cleavages (0). Geben Sie die gewünschte Auswahl für weitere Parameter, insbesondere die Peptidlänge (6 - 25), N-terminale Ausschlüsse (0) und angenommen Aminosäuremodifikationen (keine). </li><li> Klicken Sie auf &quot;Einstellungen&quot; und wählen Sie &quot;Transition Settings &#39;. Wählen Sie die Einstellungen fürden Gerätetyp für die LC / MS-Analyse verwendet. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Export&quot; und wählen Sie &quot;Transition List &#39;eine Tabelle zu erstellen, um die erzeugten MRM-Übergänge und Parameter enthält. </li></ol></li><li> Analyse durch LC / MS <ol><li> Legen Sie ein System von binären Gradienten bis (Wasser (A) und Acetonitril (B), die jeweils mit 0,1% Ameisensäure v: v) Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC) mit Autosampler, C18 Kern-Schale-HPLC-Säule (10 cm x 2,1 mm verbunden, 2,6 um Partikelgröße) in positive Elektrosprühmodus mit MRM Erkennung betrieben mit einem triple-Quadrupol-Massenspektrometer. </li><li> In der Datenerfassungs - Software (zB Analyst), wählen Sie &quot;Datei&quot; und &quot;Neu&quot; und klicken Sie auf &quot;Acquisition Method&quot; im Pop-up - Fenster und klicken Sie auf &quot;OK&quot;. Hinweis: Es öffnet sich das Instrument Method Editor, der eine Liste der angeschlossenen Geräte enthält, die den Aufbau einer neuen LC / MS-Methode ermöglicht. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Binary Pump &#39;und input die Strömungsratenwert (300 &amp; mgr; l / min) und die Gradienten-mal in der Tabelle, um ein binäres Gradientenprofil von 3% B bis 30% B über 22 min und steigt bis auf 100% B bei 23 min für 5 min Einstellung auszuwaschen bevor sie für weitere 6 min zu Anfangsbedingungen und Reäquilibrierung zurückkehrt. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Autosampler&quot; und legen Sie das Injektionsvolumen (5 ul). Aktivieren Sie die &quot;Needle Wash-Zyklus &#39;und geben Sie den&quot; Wash Time&#39; (30 sec) und wählen Sie &quot;Flush Port &#39;. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Säulenthermostat Controller &#39;und in&#39; Säulenofen Eigenschaften &#39;setzen Sie die&quot; Linke Temperatur &quot;und&quot; Rechts Temperatur&#39; (40 ° C). </li><li> Klicken Sie auf &#39;Mass Spectrometer&#39; und dann auf &#39;Parameter bearbeiten&#39; die Quellgasbedingungen einzugeben. Wählen Sie die &quot;Scan-Typ&quot; als &quot;MRM (MRM)&quot; und die &quot;Polarität&quot; als &quot;positiv&quot;. Gehen Sie zu &#39;Periode Zusammenfassung &quot;und geben Sie die&#39; Dauer Time &#39;, die Gesamtzeit für die LC-Analyse eind Äquilibrierung (35 min). </li><li> In der Tabelle rechts klicken und wählen Sie &quot;Teilentclusterung Potential (DP)&quot; und &quot;Kollisionsenergie (CP)&quot;, um diese Spalten der Tabelle hinzuzufügen. Geben Sie die Q1, Q3, Zeit (msec), ID, DP und CE-Werte für alle Übergänge, für eine einzelne Fleischarten, in der Übergangsliste erstellt (siehe Schritt 1.4.5). Hinweis: Zeit (msec) bezieht sich auf die Verweilzeit, die Zeit, das Massenspektrometer Abtasten jeder Übergang verbringt, die Summe von denen sollte nicht mehr als 3 Sek. </li><li> Speichern Sie die Acquisition Method-Datei (Dateierweiterung .dam). Hinweis: Die Schritte 1.5.2 - 1.5.8 müssen für jede Fleischarten wiederholt werden. Dies wird eine einzige Methode Datei für jeden Fleischarten im Bildmodus in Vorbereitung auf die Analyse unten erstellen. </li><li> In der Datenerfassungs-Software, klicken Sie auf &quot;Acquire&quot; und wählen &quot;Äquilibrieren &#39;. In dem Feld, das, wählen Sie die gewünschte Erwerbsmethode zu beginnen, das Instrument Ausgleich öffnet. </li><li> Setzen Sie die Probengefäße in arack im Autosampler. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Datei&quot; und wählen Sie &quot;Neu&quot; und dann &quot;Acquisition Batch&quot;. In der &#39;Sample&#39; wählen Sie die Registerkarte &quot;Add Set&quot; und dann &quot;Add Samples &#39;. Legen Sie die Anzahl der analysierten Proben und klicken Sie auf &quot;OK&quot; werden. In der &quot;Erwerb&quot; Box wählen Sie die Methode Datei, die für die Analyse aus dem Drop-Down-Menü verwendet wird. </li><li> In der Tabelle wählen &#39;Teller-Code &quot;und die entsprechende Fachkonfiguration aus dem Dropdown-Menü auswählen. Linksklick in die Spaltenüberschrift &#39;Teller-Code&#39; dann mit der rechten Maustaste und wählen &quot;Fill Down &#39;. In &#39;Vial Position&#39; geben Sie die Position jeder Probe im Autosampler in den Zeilen. </li><li> In &quot;Data File&quot; geben Sie den Dateinamen für den Erwerb, dann klicken Sie links im Spaltenkopf durch einen Rechtsklick gefolgt und wählen Sie &quot;Fill Down &#39;. In &#39;Sample Name&#39; legen Sie die Identität eines jeden der zu analysierenden Proben. Speichern als Akquisitions Batch-Datei (extension .dab). </li><li> Klicken Sie auf den &quot;Senden&quot; und dann auf das die Proben markieren, die auf dem LC / MS analysiert werden müssen. Klicken Sie auf &quot;Senden&quot;. Klicken Sie auf &quot;Acquire &#39;und&#39; Start Sample &#39;um die Analyse zu beginnen. Hinweis: Jeder Erwerbsmethode für die MRM-Übergänge über die gesamte Länge des Chromatographen für einen einzelnen Fleischarten zu scannen. Massenspektrometer-Einstellungen für eine MRM Erwerb je nach Gerätetyp und Peptid. </li><li> Sehen Sie sich die generierten Daten-Dateien mit Datenanzeigesoftware. Klicken Sie auf XIC (extrahierten Ionen) und in der Dropdown-Liste alle Fragmente markieren (Q3-Werte) für einen einzelnen Vorläufer (Q1). Ein neues Fenster wird geöffnet, dass nur die ausgewählten Übergänge zeigt. </li><li> Aufzeichnen der Retentionszeit (R t) von Gruppen von gleichzeitigen Übergängen , da diese zu einem einzelnen Peptid entsprechen. </li><li> Wiederholen der beiden vorhergehenden Schritte für jeden Satz von Übergängen, um die Spitzen zu ihren jeweiligen Peptide für jede zuzuweisender Fleischarten. </li><li> Notieren Sie die Marker - Peptide , die für die Bereitstellung von Artbestimmung geeignet sind (zB Peptid HPGDFGADAQGAMTK, Vorläufer m / z = 752, R t = 12,0 min, für Pferd), zusammen mit ihrer Retentionszeiten, und beachten Sie, welche Paare geeignet für die relative Quantifizierung entsprechenden Form . Hinweis: Zum Beispiel kann das Pferd Markerpeptid (Vorstufe m / z = 752) eine entsprechende beef Peptid, HPSDFGADAQAAMSK (Vorstufe m / z = 767, R t = 13,2 min). </li><li> Um ein einzelnes dynamisches Verfahren implementiert, das alle Fleischarten, in der Datenanzeigesoftware, für jede Fleischarten wiederum öffnen die XIC Übergang Daten für jeden Vorläufer (übertragen auf ein bestimmtes Peptid in 1.5.8) zu erstellen. </li><li> Zoom auf dem Spitzencluster bei der gewählten Verweilzeit durch Linksklick und Ziehen Sie den Cursor unterhalb des Clusters. Identifizieren Sie die intensivsten Übergänge (mit der rechten Maustaste auf das Spitzenlabel). </li><li> notieren Sie manuell die Übergängeund Retentionszeiten in einer Tabelle. </li><li> Um die Parameter als neue dynamische Methode auf dem LC / MS-Software einzugeben, klicken Sie auf &#39;Mass Spectrometer&#39; und dann auf &#39;Parameter bearbeiten&#39; die Quellgasbedingungen einzugeben. Wählen Sie die &quot;Scan-Typ&quot; als &quot;MRM (MRM)&quot; und die &quot;Polarität&quot; als &quot;positiv&quot;. </li><li> Gehen Sie zu &#39;Periode Zusammenfassung &quot;und geben Sie die Zeitdauer (gesetzt als die Gesamtzeit für die LC-Analyse und Ausgleich). In der Tabelle rechts klicken und wählen Sie &quot;Teilentclusterung Potential (DP)&quot; und &quot;Kollisionsenergie (CP)&quot;, um diese Spalten der Tabelle hinzuzufügen. Hinweis: Die jetzt &#39;Time&#39; Spalte auf die erwartete Retentionszeit bezieht sich (min) für jeden Übergang. </li><li> In dem Abschnitt &quot;Parameter bearbeiten&quot; der LC / MS-Datenerfassungs-Software, überprüfen Sie die &quot;Geplante MRM&quot; Box. Geben Sie den Q1, Q3, Zeit (min), ID, DP und CE-Werte für die Übergänge in der Tabelle erstellt (1.5.21) und speichern Sie die Erwerbsmethode (file Erweiterung .dam). Hinweis: Dieses Verfahren verringert typischerweise die Anzahl der MRM-Übergänge zu den vier intensivsten für jedes Peptid und scannt nur über die Retentionszeitfenster für jedes Peptid Spitze, eine verbesserte Empfindlichkeit und Qualität der Daten zu geben. Ein &quot;dynamisches&quot; Verfahren ist ein &quot;geführt Retentionszeit Fensterung&quot; Methode, manchmal Scheduling bezeichnet. </li></ol></li></ol> 2. Herstellung und Analyse von Kalibrierproben <ol><li> Gewinnung von Fleischmischungen <ol><li> Verwendung Fleisch eingefroren zuvor dann zu einem Pulver gemahlen, bereiten eine Reihe von Fleischmischungen durch Wiegen jeweiligen Mengen von Fleisch (Gesamtmasse von etwa 300 mg) in 15 ml Plastikzentrifugenröhrchen. </li><li> 4 ml Extraktionspuffer (0,15 M Kaliumchlorid + 0,15 M Phosphatpuffer bei pH 6,5). Vortex für 30 Sekunden. Extrakt auf einen Laborschüttler bei Raumtemperatur für 2 h bei 250 Zyklen / min. Hinweis: Zyklen / min auf eine oszillierende Bewegung bezieht. </li><li> Übertragen Sie 2 ml derExtrahieren in ein 2 ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Zentrifuge für 5 min bei 4 ° C bei 17.000 x g. </li><li> Transfer 200 ul Aliquots des Überstandes (eine kleine Menge für Protein-Assay zu reservieren, siehe 2.2) in 2 ml Zentrifugenröhrchen und trocken eine zentrifugale Verdampfer (voreingestellten Programm: 50 ° C, ohne Entlüftung und 120 min Dauer). </li></ol></li><li> Protein-Assay <ol><li> Transfer 7 &amp; mgr; l Aliquots des reservierten Überstand (siehe 2.1.4) in dreifacher Ausführung in die Wells einer 96-Well-Platte. </li><li> Transfer 7 &amp; mgr; l Aliquots einer Reihe von Protein-Standards in dreifacher Ausführung, Bereich 0 - 1,0 mg / ml Rinderserumalbumin (BSA), auf den gleichen 96-Well-Platte. </li><li> Mit 200 &amp; mgr; l Coomassie Plus Protein Assay Reagenz in jedes Well. </li><li> Optisch vergleichen die Farbe der Probenbehälter mit den Protein-Standards die Proben im Bereich der Kalibrierungsstandards zu überprüfen. Falls erforderlich, wiederholen mit verdünnter Probe, so dass es in Reichweite wird. </li><li> Lassen Sie die Platte zu stund für 3 min. </li><li> Burst keine Blasen, die mit einer Injektionsnadel gebildet haben. </li><li> Analysieren Sie die Platte auf den Leser Platte mit einem Standard-Endpunkt-Protokoll bei einer Wellenlänge von 595 nm verwendet wird. </li><li> Bestimmung der Proteinkonzentration der Proben Kalibrierungsdaten aus der Proteinstandards. Anmerkung: Dies ist für die Berechnung der Menge an Trypsin in dem tryptischen Verdaus verwendet erforderlich ist. </li></ol></li><li> Proteolyse von Fleischmischungen <ol><li> Abgeblasen, und der getrocknete Rückstand aus Schritt 2.1.4 in 1 ml 25 mM Ammoniumbicarbonat-Lösung. Gut mischen auf einem rotamixer. </li><li> Folgen Sie dem Protokoll von Schritt 1.1.3 bis 1.3.7. </li></ol></li><li> Analyse durch LC / MS <ol><li> Richten Sie die LC / MS wie zuvor (Schritt 1.5.1). </li><li> Erstellen Sie eine neue Akquisition Batch wie zuvor skizziert (Schritte 1.5.9 - 1.5.14), die Auswahl der Erwerbsmethode bei Schritt bei 1.5.24 erstellt, die eine dynamische LC / MS-Methode verwendet alle Fleischarten kombiniert, und erfassen die Daten für die Digested Fleischproben. </li><li> Rufen Sie das vollständige Chromatogramm in der Datenanzeigesoftware. Zeigen Sie den XIC für jeden Übergang wiederum gesetzt. Visuell bestätigen jeder Cluster die erforderliche Anzahl von glockenförmigen Spitzen bei der erwarteten Retentionszeit enthält, um dadurch die Existenz des ausgewählten Peptids bestätigt. </li><li> Führen Sie die Quantifizierung der Daten Betrachtungssoftware mit Peakflächen für jeden der Übergänge von Interesse durch einen Doppelklick auf &#39;Build Quantifizierungsverfahren &quot;in der Navigationsleiste zu integrieren. </li><li> Im &#39;Select Sample&#39; Fenster wählen Sie die &quot;Data File&quot; und die &quot;Sample &#39;analysiert werden, um eine&quot; Analyte &quot;Tabelle zu generieren. </li><li> Klicken Sie auf die Registerkarte &quot;Integration&quot; der erste der Übergänge (Analyte) zum Anzeigen integriert werden. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Analyte&quot; Feld der Drop angezeigt Down-Liste der Übergänge. Wählen Sie jeden Übergang wiederum, um es anzuzeigen und visuell zu bestätigen, die richtige Spitze für die Integration ausgewählt ist. Um modify oder die Integration der linken Maustaste drücken und den Cursor über den Soll-Spitzen ziehen (dies wird in grün markiert). Klicken Sie auf das &#39;Select Peak&#39; Taste und klicken Sie auf &quot;Übernehmen&quot;. </li><li> Speichern Sie die Arbeitsbereich als Methodendatei (.qmf). Hinweis: Dies ist ein Quantifizierungsverfahren Datei Peakflächen für die spätere Berechnung der Probe erzeugt. </li><li> Doppelklicken Sie auf &#39;Quantifizierung Wizard &quot;in der Navigationsleiste. Im Fenster &#39;Select Samples&#39; &#39;Quantifizierung Set&#39; erstellen, indem Sie einen einzelnen &#39;Data File&#39; auswählen und dann ein oder mehrere &#39;Verfügbar Samples&#39;. Wählen Sie &#39;Weiter&#39; &#39;Wählen Sie Einstellungen und Query&#39; Feld anzuzeigen. Lassen Sie mit Standardeinstellungen, wählen Sie &#39;Weiter&#39; &#39;Select-Methode &quot;anzuzeigen. Wählen Sie im Dropdown &quot;Methode&quot; Feld der &quot;Integrationsmethode&quot; Datei in Schritt 2.4.8 erstellt wählen, wählen Sie dann &quot;Fertig stellen&quot;. Hinweis: Dies erzeugt eine &quot;Ergebnistabelle&quot;, einschließlich Übergang Peakflächen von Fleischmischungen entstehen. </li> &lt;li&gt; Speichern Sie die &quot;Ergebnistabelle &#39;(Dateierweiterung .rdb), Export als Textdatei (.txt) und in Tabellenkalkulations öffnen, um die Daten überprüfen. </li><li> Plot Diagramme des Prozentsatzes (durch Übergangspeakfläche) eines Fleisch in einem anderen Vergleich der gemessenen Prozentsatz (w / w) der zwei Fleisch für den ausgewählten MRM für ausgewählte Übergänge von Peptiden entsprechen, über die Fälle konzentriert, in denen die beiden Fragmente die enthalten gleiche Anzahl von Aminosäuren von der C-terminalen Ende gezählt. Hinweis: Identische Fragmente mit identischen Fragmentierungsstellen optimale Ergebnisse. </li><li> Untersuchen Sie die Plots von 2.4.11 oben. Entweder visuell oder eine Trendlinie Werkzeug im Plotten Paket verwenden, identifizieren eine Gruppe von Grundstücken, die sowohl linear sind und von ähnlichen Gradienten. Verwenden Sie eine oder mehrere dieser CPCP Plus Fragment Kombinationen für die Kalibrierung in Echtfleischproben. Hinweis: Eine Darstellung, die eine ungewöhnliche Steigung zeigen, können entweder Peptid oder Fragment Unterdrückung mit einer daraus folgenden Verringerung der Signal stre zeigennge. Nicht-lineare Plots schlechte Spitzenerfassung oder andere Probleme hinweisen. </li></ol></li></ol> 3. Fleischproben <ol><li> Extraktion von Proteinen aus Zielfleischproben <ol><li> Gegebenenfalls Verbrauchfremd Nicht-Fleisch-Material aus der Probe mit einem Spatel. Zum Beispiel abkratzen Soße und Nudeln aus einem gekühlten Lasagne. </li><li> Wiegen 20 g des Fleisches in einen Metallbecher. </li><li> 100 ml 0,15 M Kaliumchlorid / 0,15 M Kaliummonophosphat-Puffer bei pH 6,5. </li><li> Extrahieren Sie die Proteine, die durch das Fleisch in einem Hochgeschwindigkeits-Homogenisator Mischen für 1 min. </li><li> Folgen Sie dem Protokoll von Schritt 2.1.4 - 2.3.2. </li></ol></li><li> Analyse der Proben durch LC / MS <ol><li> Wiederholen Sie Schritt 2.4.2 zu erfassen Daten, die die dynamische LC / MS-Methode. </li><li> Identifizieren Sie die Peptide, die von jedem Fleisch Myoglobin, wie in Schritt 2.4.3 durchgeführt. </li><li> Zur Quantifizierung, Quantifizierungssoftware verwenden, um die Spitzenbereiche für jeden Übergang von Interesse zu integrieren,wie es in Schritt 2.4.9 beschrieben. </li><li> Für die Identifizierung von Spezies in einem Gemisch, diejenigen Markerpeptide erfüllt vereinbarten Kriterien für Zahlen von Übergängen aufgezeichnet und für die Übergänge zu Signalrauschen. </li><li> Zur Quantifizierung verwenden integrierte Übergangspeakflächen wie aus Schritt vereinbarten 2.4.12 und Prozentsatz unter Verwendung von Übergangspeakfläche, die Berechnung der Prozentsatz von Myoglobin aus den beiden Spezies in der Mischung. </li><li> Verwenden Vorwissen aus der Literatur 18 wahrscheinlich Myoglobin Ebenen in das Fleisch , die relativen w / w Mengen von zwei Fleisch in der Probe vorhandenen zu schätzen. </li></ol></li></ol>

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T., Devine, C., Dikeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Encyclopedia of Meat Sciences. 1, 235-243 (2014).</li><li>Montowska, M., Alexander, M. R., Tucker, G. A., Barrett, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Detection+of+Peptide+Markers+for+Authentication+Purposes+in+Raw+and+Cooked+Meat+Using+Ambient+Liquid+Extraction+Surface+Analysis+Mass+Spectrometry.">Rapid Detection of Peptide Markers for Authentication Purposes in Raw and Cooked Meat Using Ambient Liquid Extraction Surface Analysis Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 86, 10257-10265 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Die Auswahl eines geeigneten Zielproteins ist wichtig. Ein gutes Zielprotein muss entsprechende Formen in Spezies von Interesse, ausreichend artspezifische Sequenzvariation, Artenspezifizität und existieren in zugänglichen Mengen innerhalb der Organismen haben. Zur Beurteilung der Mischungen, die verarbeitet worden sind (beispielsweise Wärmebehandlung), ein Protein mit einer Sequenz relativ immun gegenüber diesem Verarbeitung aufweist, ist wünschenswert. Myoglobin ist ein guter Kandidat für rotes Fleisch, einschließlich gekocht rotem Fleisch, ist aber nicht die einzige Möglichkeit. Sobald das Zielprotein entschieden wird, ist der kritischste Teil des Protokolls das Protein Proteolyse. Ein Protein unterscheidet sich von Myoglobin kann auch ein alternatives Proteolyse Protokoll verlangen. Das Protokoll enthält basierend auf Referenz gereinigtes Protein ein Segment beschrieben. Diese zielt darauf ab, Retentionszeitfenster und geeignete Vorstufe und Fragmentionen entdecken. Dieses Segment ist sehr hilfreich, aber nicht unbedingt erforderlich. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Obwohl entsprechenden Peptidpaare von zwei Spezies von Interesse auch ohne Experiment aufgeführt werden können, ist es manchmal der Fall, dass eine Sequenzunterschied dramatische Auswirkungen auf die Verdauungsprofil aufweist. Zum Beispiel kann das Peptid Paar VLGFHG (Rind) und ELGFQG (Pferd) geben eine anomale Quantifizierung Ergebnis (Manifest als Steigung weniger als ein in Abbildung 2). Dies ist, weil das letztere Peptid aus einem relativ unterdrückt KE Spaltung entsteht, in dem Gemisch eine Unterschätzung des Pegels des Pferdes verursacht. Entsprechende Peptide mit verschiedenen Aminosäuren beginnen, werden deshalb am besten vermieden werden. Oft werden die Fragmente aus zwei entsprechenden Peptide haben identische Aminosäuresequenzen und sind gut erzogene, aber dies ist nicht immer der Fall und muss während der Verfahrensentwicklung überprüft werden. Spezies Identifizierung ist viel weniger empfindlich auf diese Fragen als relativen Quantifizierung. Das Protokoll wurde für vier rotes Fleisch nachgewiesens 3. Zusätzliche Fleischarten können eingeschlossen werden, obwohl die Qualität des Übergangs Peakform verschlechtern kann, wenn zu viele Markerpeptide koeluieren, effektiv die Verweilzeit reduziert und schließlich relativen Quantifizierung Schätzungen zu verschlechtern. Verbesserte Instrumentierung, bereits vorhanden, wird dies zu verbessern. Ein ähnliches Problem ist, dass nicht alle Fleisch unterschiedliche Myoglobinen haben. Zum Beispiel, Pferd, Esel und Zebra Myoglobinen identisch sind und somit das Verfahren streng genommen ist nur in der Lage Pferd oder Esel oder Zebras in Rindfleisch zu erkennen. In einigen Fällen, obwohl Myoglobine nicht identisch sind, können einige der wichtigsten Peptide sein. Zum Beispiel werden einige Lamm Myoglobin-derived Markerpeptide auch in Ziege. Eine Komplikation mit Blick auf diese und andere Protein-basierte Quantifizierungsmethode ist, dass die Protein-Ebene in allen Spezies konstant angenommen werden muss, wenn das Protein oder Peptidspiegel trivialer auf ein Niveau von Fleisch in einer Mischung gleichzusetzen sind. Für Myoglobin und die vier roten misst nicht überall der Fall ist. Die Ebenen sind in der Regel Spezies abhängig, mit Schweinefleisch der untersten Ebene der vier zeigt. Darüber hinaus variiert die Myoglobin-Ebene mit Fleisch schneiden und Alter der Tiere. So obwohl Verhältnisse des Übergangs Peakflächen Karte zuverlässig Verhältnisse von Myoglobin, ist die Zuordnung zu Verhältnis der tatsächlichen Fleisch eine Schätzung Zeichnung auf Annahmen in Bezug auf wahrscheinlichen Quellen des Fleisches in der Mischung. Der Ansatz in dieser Arbeit skizziert unterscheidet sich in mehrfacher Hinsicht von anderen veröffentlichten Beiträge. Eine typischere Route ist proteomic Methoden verwenden verschiedene unterschiedliche Arten abhängigen Markerpeptide zu identifizieren, wobei die Markierungen für die verschiedenen Arten keine besondere Beziehung besitzen miteinander 8-12,14,19. Im Gegensatz dazu haben wir Proteine ​​, die für alle Arten von Interesse ausgewählt von bis zu artspezifischen Sequenz 3 Varianten. Abgesehen davon, dass im Mittelpunkt unserer relativen Quantifizierung Strategie, hat dies den Vorteil, dass die ProbeVorbereitungsstrategien optimiert werden. Darüber hinaus könnte eine solche entsprechenden Proteine ​​in ähnlicher Weise beispielsweise zu verhalten erwartet werden, in Extraktions- oder in der kommerziellen Verarbeitung von Proben, wie beispielsweise Kochen oder canning. Artbestimmung geht dann normalerweise über den Nachweis von unterschiedlichen Markerpeptide, während in den CPCP Ansatz zur Bestimmung von Arten Erlöse über den Nachweis von eng verwandten Peptide typischerweise ein oder zwei Sequenzunterschiede aufweisen. Schließlich Quantifizierung von Proteinen , die Gewichtsprozent von einer Spezies in eine andere zu schätzen konventionell über absolute Quantifizierung jedes Protein separat auf bekannte Standards gehen könnte 7,14,15. Jedoch mit der CPCP Verfahren keine Notwendigkeit für Kalibrierverfahren besteht. Stattdessen werden relativen Pegel durch den Vergleich Signalstärken von zwei entsprechenden Peptide, die aus den beiden Arten geschätzt, insgesamt die absolute Messstufe zu umgehen. Da das Endziel ist ein Gewichtsanteil von einer Spezies in another, eine relative Quantifizierung, ist die CPCP sowohl direkter und einfacher als zwei absolute Quantifizierungsmessungen verglichen wird. Diese Funktionen übersetzen in kurzen experimentellen Zeiten, erwartet etwa zwei Stunden unter Verwendung von raffiniertem Protokolle zu sein, so dass die Technik nützlich als schnelle Überwachungs-Tool im Bereich der Lebensmittelbetrugserkennung.

The European horse meat scandal of 2013, in which undeclared horse meat was found in a number of supermarket beef products1, highlights the need for testing methods capable of detecting and measuring food fraud in meat. Several technologies have been explored, especially enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and DNA-based methods2. An alternative route, based on mass spectrometry, targets species-specific peptides which in turn arise from species-specific proteins. Here we outline one such peptide-based approach that offers both identification and relative quantitation of the adulterant species in a meat mixture3. 
The protocol is framed in the context of red meats and the desire to determine the presence of one in another at the level of 1% by weight, the level considered by some to represent fraudulent food adulteration as opposed to contamination4. The method relies in the first instance on identifying a protein which is nominally 'the same' in all target meats. Myoglobin, the protein responsible for the red color of meat, is a good candidate since it is abundant, relatively heat tolerant and water soluble, and has been used for species determination of meat previously5,6. The myoglobins for beef (Bos Taurus), pork (Sus scrofa), horse (Equus caballus) and lamb (Ovis aries)3, for instance, are nominally the same, as required, but their sequences are not identical. Such groups of 'similar but different' proteins, like these four myoglobins, can conveniently be described as 'corresponding proteins'. The sequence differences in these four myoglobins are species-specific: for example, the full myoglobin proteins for beef and horse, P02192 and P68082 respectively, each comprise 154 amino acids with 18 sequence differences between the two. Subject to proteolysis using trypsin these proteins produce two sets of peptides, some of which are identical, and some which show one or more species-specific amino acid differences: corresponding proteins therefore give rise to corresponding peptides. 
The CPCP approach, therefore, seeks first to identify proteins from two or more species where these proteins exhibit limited species-specific sequence variants. These are corresponding proteins. Following proteolysis, corresponding proteins give rise to peptides, some of which likewise display species-specific sequence variants inherited from the parent protein. These are corresponding peptides. The CPCP approach can be used to compare levels of two corresponding proteins in a mixed species sample by monitoring the levels of corresponding peptides.
The natural technology for the detection of known peptides is multiple reaction monitoring mass spectrometry, or MRM-MS7. Species-specific peptides yield precursor ions, which along with their mass spectrometry fragment ions, are easily itemized in advance by software tools. These lists are then used to instruct the mass spectrometer to record only specific precursor plus fragment ion pairs, called transitions. A particular target peptide is therefore identified not only by its retention time in the chromatography preceding the mass spectrometer, but also by a set of transitions sharing a common precursor ion. This is a highly selective means of detecting known peptides that makes efficient use of the mass spectrometer resource.
Other authors have used mass spectrometry to test for meat adulteration via peptide markers but from disparate proteins8-14. Using the corresponding proteins, corresponding peptides (CPCP) scheme, however, means experimental conditions can be optimized, aiding identification of the species in the mixture from known species-specific transitions. In addition, corresponding proteins and peptides will generally behave similarly in the extraction, proteolysis and detection stages. Since transition peak areas are quantitative and reproducible, ratios of peak areas arising from pairs of corresponding peptides from different species provide a direct estimate of the relative quantities of two meats in a mixture. In contrast, more traditional quantitation routes exploit calibrations based on reference materials to establish absolute quantitation14,15.
Though the protocol is outlined in the context of myoglobin and meat, proteins other than myoglobin could be used for identification and relative quantitation via the CPCP strategy in meat mixtures, though potentially with modifications to the protocol. In addition the strategy is also applicable to binary mixtures of other species sharing one or more corresponding proteins.
The starting point for the protocol is purified 'reference' myoglobin, which for some species can be purchased but which for others must be prepared by conventional size-exclusion chromatography. The procedure for preparing reference myoglobin is not included in the protocol, but is described elsewhere3. Software tools16 are used to list candidate peptides and transitions arising from myoglobins of interest. Each reference myoglobin is subjected to proteolysis and the resultant peptides analyzed by liquid chromatography electrospray ionization tandem mass spectrometry (LC-ESI-MS/MS) to discover which of the candidate precursor ions and transitions are most useful, and to determine the matching peptide retention times. The outcome of this stage is a revised list of target peptides with their transitions, suitable for species determination, and a list of CPCP pairs, suitable for relative quantitation. To test real meats, sample extractions are prepared then subjected to proteolysis to generate peptides both from myoglobin and other extraneous proteins. The myoglobin-based peptides are then monitored by LC-ESI-MS/MS based on their listed transitions. The species present in a mixture are identified by the transition peaks associated with marker peptides. Estimates of the relative amounts of two meats in a binary mixture are calculated using ratios of transition peak areas. A set of test mixtures of pairs of meats will allow the ratio of peak areas for a given pair of transitions to be checked and calibrated against actual mixtures.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1076">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Uniprot database</td>
			<td style="width:243px;">www.uniprot.org</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:499px;">Freely accessible database of protein sequences</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Skyline software</td>
			<td style="width:243px;">www.skyline.gs.washington.edu</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:499px;">Free software to download that enables the creation of targeted methods for proteomic studies, peptide and fragment prediction&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ammonium bicarbonate</td>
			<td style="width:243px;">Sigma-Aldrich Co Ltd, Gillingham, UK www.sigmaaldrich.com</td>
			<td style="width:119px;">O9830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:216px;">Methanol, HPLC grade</td>
			<td style="width:243px;">Fisher Scientific, Loughoborough, UK www. fisher.co.uk</td>
			<td style="width:119px;">10674922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Acetonitrile, HPLC grade</td>
			<td style="width:243px;">Fisher Scientific, Loughoborough, UK www. fisher.co.uk</td>
			<td style="width:119px;">10010010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Urea</td>
			<td style="width:243px;">Sigma-Aldrich Co Ltd, Gillingham, UK www.sigmaaldrich.com</td>
			<td style="width:119px;">U5378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Trypsin(from bovine pancreas treated with TPCK)</td>
			<td style="width:243px;">Sigma-Aldrich Co Ltd, Gillingham, UK www.sigmaaldrich.com</td>
			<td style="width:119px;">T1426</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Formic acid&#160;</td>
			<td style="width:243px;">Sigma-Aldrich Co Ltd, Gillingham, UK www.sigmaaldrich.com</td>
			<td style="width:119px;">F0507</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Coomassie Plus Protein Assay Reagent</td>
			<td style="width:243px;">Thermo Fisher Scientific www.thermofisher.com</td>
			<td style="width:119px;">1856210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Protein standard</td>
			<td style="width:243px;">Sigma-Aldrich Co Ltd, Gillingham, UK www.sigmaaldrich.com</td>
			<td style="width:119px;">P0914</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ultra Turrax homogeniser T25</td>
			<td style="width:243px;">Fisher Scientific, Loughoborough, UK www. fisher.co.uk</td>
			<td style="width:119px;">13190693</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Edmund and Buhler KS10 lab shaker</td>
			<td style="width:243px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Heraeus Fresco 17 Centrifuge</td>
			<td style="width:243px;">Thermo Fisher Scientific www.thermoscientific.com</td>
			<td style="width:119px;">75002420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vacuum centrifuge RC 1022</td>
			<td style="width:243px;">Jouan</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Plate Reader</td>
			<td style="width:243px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Strata-X 33u polymeric reversed-phase cartridges 60 mg/3 ml tubes</td>
			<td style="width:243px;">Phenomenex, Macclesfield, UK</td>
			<td style="width:119px;">8B-S100-UBJ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">4000 QTrap triple-quadrupole mass spectrometer</td>
			<td style="width:243px;">AB Sciex, Warrington, UK www.sciex.com</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">1200 rapid resolution LC system</td>
			<td style="width:243px;">Agilent, Stockport, UK</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">XB C18 reversed-phase capillary column (100 x 2.1mm, 2.6&#181; particle size)</td>
			<td style="width:243px;">Phenomenex, Macclesfield, UK www.phenomenex.com</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Analyst 1.6.2 software</td>
			<td style="width:243px;">AB Sciex, Warrington, UK www.sciex.com</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>QTrap data acquisition and analysis, including peak area integration</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Autosampler vials</td>
			<td style="width:243px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

species determination and quantitation in mixtures using mrm mass spectrometry of peptides applied to meat authentication

We describe a simple protocol for identifying and quantifying the two components in binary mixtures of species possessing one or more similar proteins. Central to the method is the identification of 'corresponding proteins' in the species of interest, in other words proteins that are nominally the same but possess species-specific sequence differences. When subject to proteolysis, corresponding proteins will give rise to some peptides which are likewise similar but with species-specific variants. These are 'corresponding peptides'. Species-specific peptides can be used as markers for species determination, while pairs of corresponding peptides permit relative quantitation of two species in a mixture. The peptides are detected using multiple reaction monitoring (MRM) mass spectrometry, a highly specific technique that enables peptide-based species determination even in complex systems. In addition, the ratio of MRM peak areas deriving from corresponding peptides supports relative quantitation. Since corresponding proteins and peptides will, in the main, behave similarly in both processing and in experimental extraction and sample preparation, the relative quantitation should remain comparatively robust. In addition, this approach does not need the standards and calibrations required by absolute quantitation methods. The protocol is described in the context of red meats, which have convenient corresponding proteins in the form of their respective myoglobins. This application is relevant to food fraud detection: the method can detect 1% weight for weight of horse meat in beef. The corresponding protein, corresponding peptide (CPCP) relative quantitation using MRM peak area ratios gives good estimates of the weight for weight composition of a horse plus beef mixture.

In einem einzigen Experiment MRM dynamic-Modus jeder programmierte Übergang wird separat aufgezeichnet (als Detektor Zählungen pro Sekunde, cps) über ein Retentionszeitfenster angegeben. Daher von allen in einem Experiment gesammelten Daten, die Spitzenintensität für jeden Übergang können einzeln entnommen werden. Dann ist die einzige endliche Signal ist für die Retentionszeitfenster für diesen Übergang festgelegt. Außerhalb des Fensters, das Signal Null ist per Definition. Das Signal für einem Übergang zum Beispiel 752 → 1269 von Pferd (Peptid monoisotopisch Masse 1,501.66 Dalton, Vorläufer - Ionen m / z 751,84 Dalton, state = 2, Fragment - Ion y 13 aufzuladen) hat typischerweise nur Rauschen mit der Messung zu konkurrieren und nicht von anderen Übergangsspitzen, die vielleicht von anderen Spezies sein könnten. Der Ausgang ist daher eine Reihe von sauberen Spitzen, eine pro Übergang zu einer gemeinsamen Verweilzeit für die Übergänge eine gemeinsame Vorläuferionen zu teilen. Abbildung 1 zeigt die Ausgabe für den Satz von vier Übergänge 752 → (1269, 706, 248, 1366) für eine Mischung von 1% w / w Pferd in Rindfleisch. Da die vier angezeigten Übergänge mit Pferd verbunden sind, und in Proben von reinem Rindfleisch, Lamm oder Schwein fehlen, bedeuten diese Spitzen die Anwesenheit von Pferd. Je nach Robustheit Kriterien, einen Satz von zwei oder mehr Übergänge von mehr als jeweils eine spezifizierte Signal-Rausch-Pegel Identifikation herstellt. Diese Zahl stellt daher das Vorhandensein von Pferd in der Mischung von 1% w / w Pferd in Rindfleisch. Gelegentlich wird ein einzelner isolierter Übergang erkannt. Dies zeigt eine Möglichkeit Spiel von Vorläuferionen und einem einzelnen Fragment, möglicherweise von einem Fremdprotein, mit denen aus dem System erwartet und in das Massenspektrometer programmiert. Die einzigartige Natur des Peaks und dessen Auftreten bei einem unerwarteten Retentionszeit ist die signature eines zufälligen Übergang, der ignoriert werden kann. Die Fläche unter jedem Übergang Spitze kann individuell berechnet werden. Basierend auf einem geeigneten Fragment, das Verhältnis von Pferd beef Übergang Peakflächen, beispielsweise 752 → 1269 (Pferd) bis 767 → 1299 (Rind), werden in der Mischung mit dem Verhältnis der tatsächlichen Fleisch proportional sein. Figur 2 a zeigt , von Peakfläche Grundstück Prozentsatz für diese beiden Übergänge gegenüber dem Prozentsatz bei gleichem Gewicht des Pferdes in einer Mischung aus Pferd mit Rindfleisch. Wenn der Prozentsatz Übergang Spitzenbereiche der Prozentsatz bei gleichem Gewicht von Fleisch passen dann ist die Steigung 1. Die Steigung in diesem Plot 1,03 ist, was darauf hinweist, dass für diese Übergänge und CPCP Paar, die Übergangspeakflächen ein verlässliches Maß für den relativen Mengen geben der beiden Fleisch in dem Gemisch. Wenn das Pferdefleisch in der Probe war doppelt so reich an Myoglobin als Rindfleisch dann, zusammen mit anderen Faktoren unverändert, die Steigung der<html> Linie wäre größer als eins ist. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54420/54420fig1.jpg" /> Abbildung 1. MRM Übergang Intensitäten im Vergleich zu Retentionszeit für 1% w / w Pferd in Rindfleisch. Die Übergänge sind 752 → (1269, 706, 248, 1366), in orange dargestellt, schwarz, blau und grün sind. Die Markerpeptid ist HPGDFGADAQGAMTK. Die vier Übergangsfragmente können y 13, y 7, y 2 und y 14 jeweils bezeichnet werden, wobei y n Zählen in Ende n Aminosäuren vom Peptid C-terminal bezeichnet. Das Signal-Rausch variiert von 23 bis 53 auf die vier Übergänge. Eine zusätzliche rote Linie zeigt die 752 → 1269 Übergang für 0% Pferd, 100% Rindfleisch für den Vergleich. Nur die Nicht-Null-Bereich der Retentionszeit wird angezeigt. Diese Zahl wurde von Watson verändert et al. 3.es / ftp_upload / 54420 / 54420fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54420/54420fig2.jpg" /> Abbildung 2. Plot des Pferdes in Rindfleisch, als Prozent bei gleichem Gewicht, im Vergleich zu Pferd in Rindfleisch als Prozent Übergang Peakfläche. Das Grundstück , das Paar von Peptiden Rindfleisch verwendet (767) und Pferd (752) und der y - 13 Fragment - Ion für beide. Wenn ein Peak - Fläche bezeichnet , dann ist die Ordinate 100 A H / (A + A H B). Die Steigung der Best - Fit - Linie (R 2 = 0,99) ist 1,03. Diese Zahl wurde von Watson verändert et al. 3. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54420/54420fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54420/54420fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Species Determination and Quantitation in Mixtures Using MRM Mass Spectrometry of Peptides Applied to Meat Authentication

We present a protocol for identifying and quantifying the components in mixtures of species possessing similar proteins. Mass spectrometry detects peptides for identification, and gives relative quantitation by ratios of peak areas. As a tool food for fraud detection, the method can detect 1% horse in beef.

Artbestimmung und Quantifizierung in Mischungen Mit MRM-Massenspektrometrie von Peptiden, der Fleisch-Authentifizierung

We describe a simple protocol for identifying and quantifying the two components in binary mixtures of species possessing one or more similar proteins. ...

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Nanyang Technological University

Research

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Biochemistry

11.5K Aufrufe.  Institute of Food Research. We present a protocol for identifying and quantifying the components in mixtures of species possessing similar proteins. Mass spectrometry detects peptides for identification, and gives relative quantitation by ratios of peak areas. As a tool food for fraud detection, the method can detect 1% horse in beef.

Serie: Species Determination and Quantitation in Mixtures Using MRM Mass Spectrometry of Peptides Applied to Meat Authentication

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Conformational flexibility plays a critical role in protein function. Herein, we describe the use of time-resolved electrospray ionization mass spectrometry coupled to hydrogen-deuterium exchange for probing the rapid structural changes that drive function in ordered and disordered proteins.

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Resolving Affinity Purified Protein Complexes by Blue Native PAGE and Protein Correlation Profiling

Most proteins act in association with others; hence, it is crucial to characterize these functional units in order to fully understand biological processes. Affinity purification coupled to mass spectrometry (AP-MS) has become the method of choice for identifying protein-protein interactions. However, conventional AP-MS studies provide information on protein interactions, but the organizational information is lost. To address this issue, we developed a strategy to unravel the distinct functional assemblies a protein might be involved in, by resolving affinity-purified protein complexes prior to their characterization by mass spectrometry. Protein complexes isolated through affinity purification of a bait protein using an epitope tag and competitive elution are separated through blue native electrophoresis. Comparison of protein migration profiles through correlation profiling using quantitative mass spectrometry allows assignment of interacting proteins to distinct molecular entities. This method is able to resolve protein complexes of close molecular weights that might not be resolved by traditional chromatographic techniques such as gel filtration. With little more work than conventional AP-geLC-MS/MS, we demonstrate this strategy may in many cases be adequate for obtaining protein complex topological information concomitantly to identifying protein interactions.

Here we present protocols for affinity purification of protein complexes and their separation by blue native PAGE, followed by protein correlation profiling using label free quantitative mass spectrometry. This method is useful to resolve interactomes into distinct protein complexes.

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Lipid droplets are important organelles for the replication of several pathogens, including the Hepatitis C Virus (HCV). We describe a method to isolate lipid droplets for quantitative mass spectrometry of associated proteins; it can be used under a variety of conditions, such as virus infection, environmental stress, or drug treatment.

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Determination of High-affinity Antibody-antigen Binding Kinetics Using Four Biosensor Platforms

Label-free optical biosensors are powerful tools in drug discovery for the characterization of biomolecular interactions. In this study, we describe the use of four routinely used biosensor platforms in our laboratory to evaluate the binding affinity and kinetics of ten high-affinity monoclonal antibodies (mAbs) against human proprotein convertase subtilisin kexin type 9 (PCSK9). While both Biacore T100 and ProteOn XPR36 are derived from the well-established Surface Plasmon Resonance (SPR) technology, the former has four flow cells connected by serial flow configuration, whereas the latter presents 36 reaction spots in parallel through an improvised 6 x 6 crisscross microfluidic channel configuration. The IBIS MX96 also operates based on the SPR sensor technology, with an additional imaging feature that provides detection in spatial orientation. This detection technique coupled with the Continuous Flow Microspotter (CFM) expands the throughput significantly by enabling multiplex array printing and detection of 96 reaction sports simultaneously. In contrast, the Octet RED384 is based on the BioLayer Interferometry (BLI) optical principle, with fiber-optic probes acting as the biosensor to detect interference pattern changes upon binding interactions at the tip surface. Unlike the SPR-based platforms, the BLI system does not rely on continuous flow fluidics; instead, the sensor tips collect readings while they are immersed in analyte solutions of a 384-well microplate during orbital agitation.
Each of these biosensor platforms has its own advantages and disadvantages. To provide a direct comparison of these instruments&#39; ability to provide quality kinetic data, the described protocols illustrate experiments that use the same assay format and the same high-quality reagents to characterize antibody-antigen kinetics that fit the simple 1:1 molecular interaction model.

We describe here protocols for the measurement of antibody-antigen binding affinity and kinetics using four commonly used biosensor platforms.

Bestimmung der hochaffine Antikörper-Antigen-Bindung Kinetics mit vier Biosensorplattformen

Label-free optical biosensors are powerful tools in drug discovery for the characterization of biomolecular interactions. In this study, we describe the ...

Sample Preparation for Mass Spectrometry-based Identification of RNA-binding Regions

Noncoding RNAs play important roles in several nuclear processes, including regulating gene expression, chromatin structure, and DNA repair. In most cases, the action of noncoding RNAs is mediated by proteins whose functions are in turn regulated by these interactions with noncoding RNAs. Consistent with this, a growing number of proteins involved in nuclear functions have been reported to bind RNA and in a few cases the RNA-binding regions of these proteins have been mapped, often through laborious, candidate-based methods.
Here, we report a detailed protocol to perform a high-throughput, proteome-wide unbiased identification of RNA-binding proteins and their RNA-binding regions. The methodology relies on the incorporation of a photoreactive uridine analog in the cellular RNA, followed by UV-mediated protein-RNA crosslinking, and mass spectrometry analyses to reveal RNA-crosslinked peptides within the proteome. Although we describe the procedure for mouse embryonic stem cells, the protocol should be easily adapted to a variety of cultured cells.

We describe a protocol to identify RNA-binding proteins and map their RNA-binding regions in live cells using UV-mediated photocrosslinking and mass spectrometry.

Probenvorbereitung für Masse Spektrometrie-basierte Identifikation der RNA-bindende Regionen

Noncoding RNAs play important roles in several nuclear processes, including regulating gene expression, chromatin structure, and DNA repair. In most ...

The Determination of Protease Specificity in Mouse Tissue Extracts by MALDI-TOF Mass Spectrometry: Manipulating PH to Cause Specificity Changes

Proteases have several biological functions, including protein activation/inactivation and food digestion. Identifying protease specificity is important for revealing protease function. The method proposed in this study determines protease specificity by measuring the molecular weight of unique substrates using Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Time-of-Flight (MALDI-TOF) mass spectrometry. The substrates contain iminobiotin, while the cleaved site consists of amino acids, and the spacer consists of polyethylene glycol. The cleaved substrate will generate a unique molecular weight using a cleaved amino acid. One of the merits of this method is that it may be carried out in one pot using crude samples, and it is also suitable for assessing multiple samples. In this article, we describe a simple experimental method optimized with samples extracted from mouse lung tissue, including tissue extraction, placement of digestive substrates into samples, purification of digestive substrates under different pH conditions, and measurement of the substrates&#39; molecular weight using MALDI-TOF mass spectrometry. In summary, this technique allows for the identification of protease specificity in crude samples derived from tissue extracts using MALDI-TOF mass spectrometry, which may easily be scaled up for multiple sample processing.

Here, we present a protocol to determine protease specificity in crude mouse tissue extracts using MALDI-TOF spectrometry.

Die Bestimmung der Protease Spezifität im Maus-Gewebe extrahiert durch MALDI-TOF-Massenspektrometrie: PH um Spezifität Änderungen führen zu manipulieren

Proteases have several biological functions, including protein activation/inactivation and food digestion. Identifying protease specificity is important ...

Proofreading and DNA Repair Assay Using Single Nucleotide Extension and MALDI-TOF Mass Spectrometry Analysis

The maintenance of the genome and its faithful replication is paramount for conserving genetic information. To assess high fidelity replication, we have developed a simple non-labeled and non-radio-isotopic method using a matrix-assisted laser desorption ionization with time-of-flight (MALDI-TOF) mass spectrometry (MS) analysis for a proofreading study. Here, a DNA polymerase [e.g., the Klenow fragment (KF) of Escherichia coli DNA polymerase I (pol I) in this study] in the presence of all four dideoxyribonucleotide triphosphates is used to process a mismatched primer-template duplex. The mismatched primer is then proofread/extended and subjected to MALDI-TOF MS. The products are distinguished by the mass change of the primer down to single nucleotide variations. Importantly, a proofreading can also be determined for internal single mismatches, albeit at different efficiencies. Mismatches located at 2-4-nucleotides (nt) from the 3' end were efficiently proofread by pol I, and a mismatch at 5 nt from the primer terminus showed only a partial correction. No proofreading occurred for internal mismatches located at 6 - 9 nt from the primer 3' end. This method can also be applied to DNA repair assays (e.g., assessing a base-lesion repair of substrates for the endo V repair pathway). Primers containing 3' penultimate deoxyinosine (dI) lesions could be corrected by pol I. Indeed, penultimate T-I, G-I, and A-I substrates had their last 2 dI-containing nucleotides excised by pol I before adding a correct ddN 5'-monophosphate (ddNMP) while penultimate C-I mismatches were tolerated by pol I, allowing the primer to be extended without repair, demonstrating the sensitivity and resolution of the MS assay to measure DNA repair.

A non-labeled, non-radio-isotopic method for DNA polymerase proofreading and a DNA repair assay was developed by using high-resolution MALDI-TOF mass spectrometry and a single nucleotide extension strategy. The assay proved to be very specific, simple, rapid, and easy to perform for proofreading and repair patches shorter than 9-nucleotides.

Korrekturlesen und DNA-Reparatur-Assay mit Einzel-Nukleotid-Erweiterung und MALDI-TOF Massenspektrometrie-Analyse

The maintenance of the genome and its faithful replication is paramount for conserving genetic information. To assess high fidelity replication, we have ...

Nitropeptide Profiling and Identification Illustrated by Angiotensin II

Protein nitration is one of the most important post-translational modifications (PTM) on tyrosine residues and it can be induced by chemical actions of reactive oxygen species (ROS) and reactive nitrogen species (RNS) in eukaryotic cells. Precise identification of nitration sites on proteins is crucial for understanding the physiological and pathological processes related to protein nitration, such as inflammation, aging, and cancer. Since the nitrated proteins are of low abundance in cells even under induced conditions, no universal and efficient methods have been developed for the profiling and identification of protein nitration sites. Here we describe a protocol for nitropeptide enrichment by using a chemical reduction reaction and biotin labeling, followed by high resolution mass spectrometry. In our method, nitropeptide derivatives can be identified with high accuracy. Our method exhibits two advantages compared to the previously reported methods. First, dimethyl labeling is used to block the primary amine on nitropeptides, which can be used to generate quantitative results. Second, a disulfide bond containing NHS-biotin reagent is used for the enrichment, which can be further reduced and alkylated to enhance the detection signal on a mass spectrometer. This protocol has been successfully applied to the model peptide Angiotensin II in the current paper.

Proteomic profiling of tyrosine-nitrated proteins has been a challenging technique due to the low abundance of the 3-nitrotyrosine modification. Here we describe a novel approach for nitropeptide enrichment and profiling by using Angiotensin II as the model. This method can be extended for other in vitro or in vivo systems.

Nitropeptid Profilierung und Identifikation illustriert von Angiotensin II

Protein nitration is one of the most important post-translational modifications (PTM) on tyrosine residues and it can be induced by chemical actions of ...

Quantitative Analysis of the Cellular Lipidome of Saccharomyces Cerevisiae Using Liquid Chromatography Coupled with Tandem Mass Spectrometry

Lipids are structurally diverse amphipathic molecules that are insoluble in water. Lipids are essential contributors to the organization and function of biological membranes, energy storage and production, cellular signaling, vesicular transport of proteins, organelle biogenesis, and regulated cell death. Because the budding yeast Saccharomyces cerevisiae is a unicellular eukaryote amenable to thorough molecular analyses, its use as a model organism helped uncover mechanisms linking lipid metabolism and intracellular transport to complex biological processes within eukaryotic cells. The availability of a versatile analytical method for the robust, sensitive, and accurate quantitative assessment of major classes of lipids within a yeast cell is crucial for getting deep insights into these mechanisms. Here we present a protocol to use liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) for the quantitative analysis of major cellular lipids of S. cerevisiae. The LC-MS/MS method described is versatile and robust. It enables the identification and quantification of numerous species (including different isobaric or isomeric forms) within each of the 10 lipid classes. This method is sensitive and allows identification and quantitation of some lipid species at concentrations as low as 0.2 pmol/&#181;L. The method has been successfully applied to assessing lipidomes of whole yeast cells and their purified organelles. The use of alternative mobile phase additives for electrospray ionization mass spectrometry in this method can increase the efficiency of ionization for some lipid species and can be therefore used to improve their identification and quantitation.

Quantitative Analysis of the Cellular Lipidome of Saccharomyces Cerevisiae Using Liquid Chromatography Coupled with Tandem Mass Spectrometry

We present a protocol using liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry to identify and quantify major cellular lipids in Saccharomyces cerevisiae. The described method for a quantitative assessment of major lipid classes within a yeast cell is versatile, robust, and sensitive.

Quantitative Analyse des Zelllipidoms von Saccharomyces Cerevisiae mit Flüssigchromatographie gekoppelt mit Tandem-Massenspektrometrie

Lipids are structurally diverse amphipathic molecules that are insoluble in water. Lipids are essential contributors to the organization and function of ...

Rapid Determination of Antibody-Antigen Affinity by Mass Photometry

Measurements of the specificity and affinity of antigen-antibody interactions are critically important for medical and research applications. In this protocol, we describe the implementation of a new single-molecule technique, mass photometry (MP), for this purpose. MP is a label- and immobilization-free technique that detects and quantifies molecular masses and populations of antibodies and antigen-antibody complexes on a single-molecule level. MP analyzes the antigen-antibody sample within minutes, allowing for the precise determination of the binding affinity and simultaneously providing information on the stoichiometry and the oligomeric state of the proteins. This is a simple and straightforward technique that requires only picomole quantities of protein and no expensive consumables. The same procedure can be used to study protein-protein binding for proteins with a molecular mass larger than 50 kDa. For multivalent protein interactions, the affinities of multiple binding sites can be obtained in a single measurement. However, the single-molecule mode of measurement and the lack of labeling imposes some experimental limitations. This method gives the best results when applied to measurements of sub-micromolar interaction affinities, antigens with a molecular mass of 20 kDa or larger, and relatively pure protein samples. We also describe the procedure for performing the required fitting and calculation steps using basic data analysis software.

We describe a single-molecule approach to antigen-antibody affinity measurements using mass photometry (MP). The MP-based protocol is fast, accurate, uses a very small amount of material, and does not require protein modification.

Schnelle Bestimmung der Antikörper-Antigen-Affinität durch Massenphotometrie

Measurements of the specificity and affinity of antigen-antibody interactions are critically important for medical and research applications. In this ...