This study was supported by a grant from the Dutch Kidney Foundation (KJPB 08.0003). 
Carolien Rothuizen is acknowledged for her contribution to the study. Hoang Pham is acknowledged for his assistance with the pathology work-up.

Alle Experimente wurden vom Ausschuss für Tierschutz des Leiden University Medical Center genehmigt. 1. Vorbereitung der Tiere und Anästhesie <ol><li> Betäuben die Maus (1-3 Monate alt) in einer kontinuierlichen Narkoseeinleitung Kammer mit 3-4% Isofluran gefüllt. </li><li> Rasur der ventralen Seite des Nackens und der Innenteil des linken Oberschenkels mit einem elektrischen Rasierapparat und mit einem Stück Klebeband, das Haar zu entfernen. </li><li> Bewerben Augensalbe auf beiden Augen. </li><li> Positionieren Sie das Tier auf der Heizdecke, an dem die Nase Beatmungsmaske befestigt ist. Fixieren Sie den Kopf mit dem Nasenmaske mit Klebeband. <ol><li> Luft 0,3 l / min, 100% Sauerstoff 0,2 l / min: Isofluran in einer Konzentration von 1,5 bis 2,0% mit Sauerstoff angereicherte Luft Satz unter der folgenden Strom fördern. Drücken Sie die Haut zwischen den Zehen der Narkosetiefe zu beurteilen und die Konzentration von Isofluran anpassen, wenn nötig. </li></ol></li><li> Fixieren Sie das Tier zu derHeizdecke mit Klebeband an allen Gliedern, die bei ungefähr 37 ° C in einer Rückenlage festgelegt ist. </li><li> Injizieren gelöst Buprenorphin in Natriumchlorid (NaCl) 0,9% bei einer Dosierung von 0,1 mg / kg zusammen mit 0,5 ml steriler 0,9% NaCl subkutan in der Flanke des Tieres. </li><li> Übernehmen Chlorhexidin Tinktur 0,5% auf die vorbereitete Fläche. </li></ol> 2. Hautschnitt <ol><li> Positionieren Sie das Tier unter dem Mikroskop mit dem Kopf in Richtung des Chirurgen. </li><li> Machen Sie einen Längsschnitt von etwa 1,5 cm in der Mittellinie der ventralen Hals ein Mikro Schere verwenden. </li><li> Besorgen Sie sich die Speicheldrüsen mit einer Pinzette und verdrängen das Recht Speicheldrüse kranial, bis es teilweise außerhalb der Wunde ist. </li></ol> 3. Präparieren und Vorbereiten des Vein <ol><li> Identifizieren und unverblümt die dorsomedialen Zweig der rechten äußeren Halsschlagader vollständig von seiner perivaskulären Gewebe sezieren durch die Verbreitung nur einLängsseite und in Richtung des Blutgefäßes. </li><li> Legen Sie eine Schleife (10,0 Naht) um den seziert Vene und einen Knoten anwenden, ohne sie zu sperren. </li></ol> 4. Entfernen der Kopfnicker <ol><li> Mit einer Pinzette, sezieren unverblümt die richtige Kopfnicker von seiner Umgebung durch an der Grenze zu verbreiten. Setzen Sie ein Paar offener Zange unter dem isolierten Muskeln und abzubinden es proximal und distal mit einem 6,0 Naht. Anschließend zuschneiden den Muskel ein Ausbrenner verwenden. </li></ol> 5. Zergliedern und Vorbereiten der Arteria carotis communis <ol><li> Identifizieren und sezieren die rechte Arteria carotis communis Pinzette. Legen Sie eine 6,0 Nähfaden um die Arterie in der Manipulation der Arterie zu unterstützen. </li><li> Bewerben Sie sich so distal Gefäßklemmen und proximal wie möglich. </li><li> Machen Sie einen Längsschnitt in der Mitte der Arterie von etwa 1 mm die spezialisierte Mikro Schere verwenden. </li><li> Spülen Sie dieArterie mit einer Heparin-Lösung [100 IE / ml], bis der Behälter von Blut ist klar. </li><li> Messen und die Länge des Einschnitts anpassen, wenn notwendig, die Breite der Gefäßklemme [1.1 mm] entsprechen. </li></ol> 6. Ligation der Vene <ol><li> Tragen Sie eine Gefäßklemme proximal von dem bereits vorbereitet Vene und setzen Sie einen Faden um die Vene. </li><li> Sie vorsichtig Schwanz Traktion auf die Vene ein haemostat verwenden, die auf dem Faden gelegt und Ligation der Vene als distal wie möglich mit dem 10,0 Naht, die früher getätigt. </li><li> Schneiden Sie die Vene eine Schere gerade proximal zu dem Ligation unter Verwendung. </li><li> Anhand von Gefäß Zange öffnen sanft das Lumen der Vene und spülen Sie ihn mit einer Heparin-Lösung [100 IU / ml]. </li></ol> 7. Schaffung von Anastomose Teil 1 <ol><li> Verbinden Sie die Vene zur Arterie mit einem Knopfnaht (10.0) unter Verwendung von 2 Quadrat Knoten an der Zwölf-Uhr-Position durch eine Naht folgte am sechs o &#39;Uhr-Position. Sicherstellen, dass die Vene in die Arterie zu verbinden, ohne dass es seine eigene Achse zu drehen, um. Drehen Sie das Tier, um die chirurgische Freilegung zu verbessern. </li><li> Positionieren Sie einen Faden um die Vene und gelten sanfte Seitenführung eine haemostat verwenden. </li><li> Mit den gleichen Nähten, vervollständigen die Anastomose von etwa 3-4 zusätzliche Nähte in dem sichtbaren Bauchseite der Anastomose platzieren. </li></ol> 8. Heparingabe <ol><li> Drehen Heizdecke 180 ° und fokussieren Sie das Mikroskop auf der linken Oberschenkel. </li><li> Identifizieren der Oberschenkelvene / Arterie / Nervenbündel durch eine Gefäßstruktur suchen, der in Längsrichtung in den medialen Teil des oberen Schenkels verläuft und durch die Haut gesehen werden. Einen Einschnitt mit dem Mikroscheren von etwa 1 cm direkt über die Oberschenkelvene in einer Längs Weise. </li><li> sezieren vorsichtig das perivaskuläre Gewebe von Vena femoralis und injizieren Heparin in einer Dosis of 0,2 IU / g Körpergewicht in die Oberschenkelvene. </li></ol> 9. Schaffung von Anastomose Teil 2 <ol><li> Zurück zu den Nackenbereich und entfernen Sie den Faden, der um die Vene getätigt. </li><li> Legen Sie einen Faden (6,0), die später unter der Halsschlagader verläuft, über die Vene und wieder unter die Halsschlagader. (Abbildung 1 l) </li><li> Entfernen Sie den venösen Gefäßklemme. </li><li> Als nächstes drehen Sie den arteriovenöse Fistel 180 ° entlang der Achse der Halsschlagader im Uhrzeigersinn um die Gefäßklemmen sowohl durch gleichzeitiges Drehen Hälfte abgeschlossen und medial Traktion zu den Enden des Fadens anzuwenden. </li><li> Füllen Sie das Anastomose in der gleichen Weise wie in Schritt 7.2 beschrieben wird. </li></ol> 10. Gefäßklemme Removal <ol><li> Entfernen Sie den Faden und drehen das Gefäß 180 ° gegen den Uhrzeigersinn klemmt. </li><li> Entfernen Sie die distal von der proximalen Gefäßklemme gefolgt Gefäßklemme. </li> &lt;li&gt; Bewerten Sie die Durchgängigkeit der Anastomose durch sanft das venöse Ausflusstrakt mit den Gefäßzange verschließt. Im Falle einer Patent Anastomose, die Pre-verdeckenden Venenabschnitt wird in einer pulsierenden Art und Weise erweitern. Stellen Sie den richtigen Speicheldrüse mit seiner ursprünglichen anatomischen Position mit einer Pinzette. </li></ol> 11. Wundverschluss und Nachsorge <ol><li> Schließen die Haut des oberen Schenkels mit einer ununterbrochenen Naht (6.0). </li><li> Schließen Sie die Haut des Halses mit einer ununterbrochenen Naht (6.0). </li><li> Entfernen Sie das Tier aus der Wärmedecke und injizieren 0,5 ml NaCl 0,9% subkutan. </li><li> Legen Sie das Tier in einem abgedunkelten Käfig, der mit einer Wärmelampe erhitzt wird und lassen Sie es vollständig erholen. Wenn ein Tier nicht vollständig erholen, stellen Sie sicher, dass es nicht von einer hämodynamischen Schock leidet wegen in das Operationsgebiet zu Blutungen. Achten Sie auf Anzeichen wie eine geschwollene Hals und das Austreten von Blut. </li><li> Nach etwa 6 Stunden nach der ersten Injektion von BUPRenorphine injizieren eine Einzeldosis einer Formulierung mit verzögerter Freisetzung von Buprenorphin subkutan in einer Dosis, die vom Hersteller empfohlen wird, um eine adäquate Analgesie für eine zusätzliche 72 Stunden zu liefern. </li></ol> 12. Gewebeernte <ol><li> Betäuben das Tier mit einem Anästhetikum-Mischung, die Midazolam (5 mg / kg), Medetomidin (0,5 mg / kg) und Fentanyl (0,05 mg / kg) intraperitoneal verabreicht. </li><li> Fixieren Sie das Tier in Rückenlage durch Nadeln durch seine Pfoten und Wangen in einen nicht beheizten Silikonmatte einlegen. </li><li> Einen Einschnitt von ungefähr 1,5 bis 2,0 cm über die Narbe am Hals mit dem Mikro-Schere. </li><li> Präparieren Sie die AVF und legen Nahtfäden (6.0) um die proximal, distal Arterie und venösen Ausflusstrakt zur einfachen Identifizierung. </li><li> Bewerten Sie die Durchgängigkeit der AVF, wie in Abschnitt 10.3 des Protokolls beschrieben. </li><li> Öffnen Sie die Bauchhöhle durch eine mediale Laparotomie durchführen usingen die Mikro Schere. <ol><li> Schnitt durch den linken und rechten ventralen Brustkorb mit einer Schere ausgehend kaudal im Medioklavikularlinie verwenden. Mit Hilfe eines Mikro Schere, durchschneiden die Membran, die in den mittleren Teil des ventralen Brustkorb befestigt und anschließend diesen Abschnitt verdrängen kranial Pinzette. </li><li> Suchen Sie die minderwertige Hohlvene und durchschneiden es mit einer Mikroschere. </li></ol></li><li> Legen Sie eine Nadel 23 Gauge-Nadel in die linke Herzkammer und Perfusion bei einem Druck von etwa 100 mmHg mit PBS, bis die intravasale Flüssigkeit fast klar. </li><li> Ohne die Nadel entfernen, perfundieren jetzt mit 4% Formalin für 10 min bei einem Druck von etwa 100 mmHg. </li><li> Zuschneiden die AVF durch Durchtrennung sowohl die Arterien und Venen mit dem Mikroscheren und tauchen sie in einer 4% igen Formalinlösung O / N. </li></ol> 13. Gewebeeinbettung und Schnitte <ol><li> Verarbeiten Sie das Gewebe zu Paraffin nach der Herstellung des Protocol. Das Protokoll angewendet wie folgt zusammen: <ol><li> Tauchen in 70% Ethanol für 1 h bei RT. 2x wiederholen. </li><li> Tauchen in 96% Ethanol für 1 h bei RT. 2x wiederholen. </li><li> Tauchen in Ethanol 99,5% für 1 h bei RT. Wiederholen Sie einmal. </li><li> Tauchen in Ethanol 99,5% für 1,5 h bei RT. </li><li> Tauchen in Xylol 100% für 1 h bei RT. Wiederholen Sie einmal. </li><li> Tauchen in Parafin 1 h bei 62 ° C. 2x wiederholen. </li></ol></li><li> Betten Sie die AVF in Paraffin, so dass der venöse Ausflusstrakt senkrecht zur Einbettungskassette ausgerichtet ist. </li><li> Mit Hilfe eines Mikrotoms, erstellen 12 Serienschnitte, die jeweils mit einem 5 &amp; mgr; m Dicke von 30 Abschnitten besteht. Dann jedes Serienbereich, stellen Sie einen Abschnitt auf einer einzigen Glasmontage ausgehend von Position eins bis zwölf in einer geordneten Art und Weise mit dem Bereich beginnend am nächsten an der Anastomose. </li></ol>

<ol>
	<li>Rotmans, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Studying+Pathophysiology+of+Hemodialysis+Access.">Animal Models for Studying Pathophysiology of Hemodialysis Access.</a> The Open Urology &amp; Nephrology Journal. 7, 14-21 (2014).</li><li>Kwei, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+adaptive+responses+of+the+vascular+wall+during+venous+arterialization+in+mice.">Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice.</a> Am.J.Pathol. 164 (1), 81-89 (2004).</li><li>Castier, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neointima+lesions+associated+with+arteriovenous+fistulas+in+a+mouse+model.">Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model.</a> Kidney Int. 70 (2), 315-320 (2006).</li><li>Krishnamoorthy, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+wall+shear+stress+profiles+influence+the+magnitude+and+pattern+of+stenosis+in+a+pig+AV+fistula.">Hemodynamic wall shear stress profiles influence the magnitude and pattern of stenosis in a pig AV fistula.</a> Kidney Int. 74 (11), 1410-1419 (2008).</li><li>Ene-Iordache, B., Cattaneo, L., Dubini, G., Remuzzi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+anastomosis+angle+on+the+localization+of+disturbed+flow+in+'side-to-end'+fistulae+for+haemodialysis+access.">Effect of anastomosis angle on the localization of disturbed flow in 'side-to-end' fistulae for haemodialysis access.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 28 (4), 997-1005 (2013).</li><li>Wong, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+remodeling+and+intimal+hyperplasia+in+a+novel+murine+model+of+arteriovenous+fistula+failure.">Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure.</a> J.Vasc.Surg. 59 (1), 192-201 (2014).</li><li>Rekhter, M., Nicholls, S., Ferguson, M., Gordon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+in+human+arteriovenous+fistulas+used+for+hemodialysis.">Cell proliferation in human arteriovenous fistulas used for hemodialysis.</a> Arterioscler. Thromb. 13 (4), 609-617 (1993).</li><li>Falk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+and+salvage+of+arteriovenous+fistulas.">Maintenance and salvage of arteriovenous fistulas.</a> J. Vasc. Interv. Radiol. 17 (5), 807-813 (2006).</li><li>Tordoir, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prospective+evaluation+of+failure+modes+in+autogenous+radiocephalic+wrist+access+for+haemodialysis.">Prospective evaluation of failure modes in autogenous radiocephalic wrist access for haemodialysis.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 18 (2), 378-383 (2003).</li><li>Dixon, B. S., Novak, L., Fangman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodialysis+vascular+access+survival:+upper-arm+native+arteriovenous+fistula.">Hemodialysis vascular access survival: upper-arm native arteriovenous fistula.</a> Am. J. Kidney Dis. 39 (1), 92-101 (2002).</li><li>Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+arteriovenous+fistula+model.">The mouse arteriovenous fistula model.</a> J. Vasc. Interv. Radiol. 20 (7), 946-950 (2009).</li><li>Kang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+and+systemic+hemodynamic+responses+following+the+creation+of+a+murine+arteriovenous+fistula.">Regional and systemic hemodynamic responses following the creation of a murine arteriovenous fistula.</a> Am. J. Physiol Renal Physiol. 301 (4), F845-F851 (2011).</li><li>Wong, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastin+is+a+key+regulator+of+outward+remodeling+in+arteriovenous+fistulas.">Elastin is a key regulator of outward remodeling in arteriovenous fistulas.</a> Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 49 (4), 480-486 (2015).</li><li>Kennedy, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+renal+failure+cause+an+atherosclerotic+milieu+in+patients+with+end-stage+renal+disease.">Does renal failure cause an atherosclerotic milieu in patients with end-stage renal disease.</a> Am. J. Med. 110 (3), 198-204 (2001).</li><li>Cheung, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atherosclerotic+cardiovascular+disease+risks+in+chronic+hemodialysis+patients.">Atherosclerotic cardiovascular disease risks in chronic hemodialysis patients.</a> Kidney Int. 58 (1), 353-362 (2000).</li><li>Lee, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+venous+neointimal+hyperplasia+prior+to+dialysis+access+surgery.">Severe venous neointimal hyperplasia prior to dialysis access surgery.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 26 (7), 2264-2270 (2011).</li><li>Kokubo, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CKD+accelerates+development+of+neointimal+hyperplasia+in+arteriovenous+fistulas.">CKD accelerates development of neointimal hyperplasia in arteriovenous fistulas.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 20 (6), 1236-1245 (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die AVF gilt als die Achillesferse in der Hämodialyse-Behandlung zu sein. Leider leidet die AVF noch von einer hohen Anzahl von Versagen 8-10. Trotz intensiver Forschung über die zugrunde liegenden Mechanismen, bleibt die genaue Pathophysiologie unbekannt. Zahlreiche Mausmodellen für haben AVF Scheitern in der Literatur bereits 2,3,11,12 beschrieben worden. Keines dieser Modelle umfassen eine venöse Ende arterielle Anastomose Konfiguration, die am meisten in der klinischen Situation verwendet wird. Dies ist sehr wichtig, da die resultierende hämodynamische Profil eine wichtige Rolle bei der Gefäßumbau spielt. Darüber hinaus verwendet, um einige der Modelle ein synthetisches Manschette für die Verbindung zwischen der Arterie und Vene 2,11, die nicht in der klinischen Umgebung verwendet wird. Um die klinische Relevanz zu verbessern, haben wir daher ein Mausmodell, in dem eine einseitige venösen Ende arteriellen Anastomose zwischen einer Filiale der jugu erstellt wurdelar Vene und Arteria carotis communis mit Knopfnähten 6. In diesem Modell entscheidend histomorphologische Änderungen wurden beobachtet, einschließlich nach außen Umbau und progressive Intimahyperplasie, was letztlich zu AVF Versagen führen. Ein entscheidender Aspekt des chirurgischen Eingriffs ist die Anästhesie-Protokoll. Es wird empfohlen, Isofluran Inhalationsanästhesie zu verwenden, da dies zum Erhalt längeren Zeitraum der Anästhesie eine sichere und einfache Methode. Letzteres ist besonders wichtig für die Trainingsphase, in der der gesamte Vorgang bis zu 3 h dauern kann. Braucht, um den notwendigen Raum für das durchlauf Abfluss Vene des arteriovenöse Fistel, die ipsilateralen Kopfnicker zu schaffen herausgeschnitten werden. In Bezug auf den Behälter Handhabung während der Operation, Dissektion von Gefäßen sollte in einem stumpfen Weise mit einer Pinzette durchgeführt werden. Der Einsatz von spezialisierten Gefäß gerade Zange sind recommended für die direkte Handhabung und Manipulation der Schiffe, da sie mehr Präzision liefern und produzieren weniger mechanische wegen Schäden an der Spitze abgerundet. Die Verwendung von Nahtfäden als Gefäß Schleifen mit einer Gefäßklemme kombiniert in sichere Gewebehandhabungshilfe und darüber hinaus, in das Gewebe in optimaler Weise zu präsentieren, wenn sie als dritte Hand verwendet, die von entscheidender Bedeutung ist, so kann dieser Vorgang ohne direkte Unterstützung durchgeführt werden. Zweifellos sind der schwierigste Schritt in dem Verfahren die Nahtplatzierungen zwischen der Arterie und Vene. Es muss darauf geachtet werden, nicht den &quot;Zurück&quot; -Seite der Anastomose mit dem &quot;Front&quot; -Seite zu nähen, da dies zu einer Verengung der Anastomose führen werden, die zu einem frühen Versagen des AVF führen kann. Um zu verhindern, dass dies geschieht, setzen Sie die Spitze der Gefäß Zange zwischen den beiden Wänden des Gefäßes, um sie zu trennen. Die technische Schwierigkeit kann angenommen werden, eine Beschränkung von diesem Modell zu sein. Allerdings glauben wir nicht, thBei diesem Verfahren ist eine größere Herausforderung als das Modell, das derzeit am häufigsten 3,6 verwendet wird. Es ist schwierig, eine allgemeine Bemerkung über die Stichprobengröße für zukünftige Studien zu machen, wie die berechnete Probengröße ist nicht nur die Variabilität zwischen den Tieren, sondern auch von der &quot;Stärke&quot; der Intervention. Wir schätzen, dass eine Gruppengröße von etwa 10 Mäusen (mit Ausnahme von Mäusen, die von der AVF wegen technischer Fehler aus der Studie fallen) sollten für Studien ausreichen, um die in AVF Ausfall über die Rolle eines bestimmten Gens konzentrieren. Kürzlich konnten wir signifikante Ergebnisse mit einer durchschnittlichen Teilnehmerzahl von 10 Tieren in einer Studie über die Rolle von Elastin in murine AVF 13 Umgestaltung zu erhalten. Ein Aspekt unserer Mausmodell erfordert die weitere Diskussion. Es ist bekannt, dass die urämischen Milieu bei Patienten mit Nierenerkrankung im Endstadium trägt zu einer Vielzahl von Gefäßerkrankungen wie Venen Intima hyperplasieine vorherige sogar zu Hämodialyse Zugang Chirurgie 14-16. Das vorliegende Modell übernehmen nicht die urämischen Milieu. Daher 17 der Einbau eines Modells der chronischen Niereninsuffizienz wäre eine wertvolle Zusatzstoff Schritt sein, um die Gültigkeit dieses Mausmodell verbessern.

Eine funktionelle Gefäßzugangsleitung ist von entscheidender Bedeutung für Patienten mit Nierenversagen, die auf chronischer Hämodialyse hängen am Leben zu bleiben. Der Aufbau eines arteriovenöse Fistel (AVF) ist derzeit die bevorzugte Wahl für Gefäßzugang. Allerdings bilden AVF Komplikationen im Zusammenhang mit einer der Hauptursachen für Morbidität bei Patienten unter chronischer Hämodialyse. Trotz der umfangreichen wissenschaftlichen Bemühungen, keiner der neue Ansätze AVF Zugang im Zusammenhang mit Komplikationen zu reduzieren, hat zu erheblichen Verbesserung der AVF Haltbarkeit führen. Ein Teil dieser enttäuschenden Fortschritte betrifft unvollständigen Verständnis der Pathophysiologie der Hämodialyse Zugriffsfehler. Um die Pathophysiologie der AV-Zugriffsfehler, Tiermodelle zu entwirren, die eng der menschlichen Pathologie imitieren sind von größter Bedeutung. In diesem Zusammenhang nicht nur die Tierarten, sondern auch die Anastomose, die erforderliche Anti-Gerinnungstherapie und die Dauer der Follow-up nach Überspannungsry sollte in Betracht 1 entnommen werden. Während die großen Tiere am besten geeignet für Interventionsstudien ausgerichtet sind neue therapeutische Strategien zu entwickeln, haben murine Modelle das größte Potenzial mehr Einblick in die molekularen Mechanismen zu gewinnen zugrunde liegenden AV-Zugriffsfehler aufgrund der Verfügbarkeit von transgenen Mäusen. Darüber hinaus kann eine große Anzahl von Mäusen für diesen Zweck zu geringeren Kosten im Vergleich zu größeren tierischen Gebrauch verwendet werden. Die erste Mausmodell der AVF Scheitern im Jahr 2004 von Kwei und et al. 2 beschrieben wurde in diesem Modell wurden AVFs mit der Halsschlagader und die Halsschlagader in einer Ende-zu-Ende-Weise konstruiert einen intravaskulären Katheter. Dieses Modell könnte nützlich sein, früh venösen Anpassung in AVFs zu studieren, obwohl die End-to-End-Konfiguration und das Vorhandensein eines intravaskulären Katheter, die Gültigkeit dieses Modell für den menschlichen AVFs begrenzen. Eine verbesserte AVF Modell wurde von Castier und et al vorgestellt. 3, in der das EndeDie Halsschlagader wird zur Seite der Jugularvene verbunden. AVFs bei Hämodialyse-Patienten werden jedoch gewöhnlich durch anatomizing das Ende einer Ader zur Seite einer Arterie konstruiert. Die genaue Konfiguration des AVF ist ein entscheidendes Merkmal eines Modells AV Zugang, da es die hämodynamische Profil innerhalb der Leitung 4 bestimmt. Letzteres ist ein wichtiger Faktor Dysfunktion und anschließende Entwicklung von Intimahyperplasie (IH) 5 an Endothelzellen. Eine neuartige Mausmodell wurde vor kurzem mit einem identischen anatomischen Konfiguration entwickelt wie beim Menschen 6 verwendet wird. In diesem Modell AVF sind in C57BL / 6-Mäuse geschaffen, indem das Ende eines Zweiges der äußeren Halsschlagader auf der Seite der Arteria carotis communis mit Knopfnähten anastomosirenden. In der vorliegenden Arbeit konzentrieren wir uns auf die mikrochirurgische Verfahren dieses Modell, um die weit verbreitete Verwendung von diesem Mausmodell zu erleichtern, richtet die komplexe Pathophysiologie zu entwirrenvon Hämodialyse-Zugriffsfehler.

<table><tbody><tr><td>Dissecting microsocpe</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Medicon</td><td>07.61.25</td><td></td></tr><tr><td>Vascular forceps</td><td>S&amp;amp;T</td><td>JFL-3D.2</td><td></td></tr><tr><td>Vascular forceps</td><td>S&amp;amp;T</td><td>D-5a.2</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Roboz</td><td>SS/45</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissor 5 mm blade</td><td>Fine science tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissor 2 mm blade</td><td>Fine science tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Scissor</td><td>Medicon</td><td>05.12.21</td><td></td></tr><tr><td>Clip applier 1</td><td>S&amp;amp;T</td><td>CAF-4</td><td></td></tr><tr><td>Vascular clamp 1</td><td>S&amp;amp;T</td><td>B-1V</td><td></td></tr><tr><td>Clip applier 2</td><td>BBraun</td><td>FE572K</td><td></td></tr><tr><td>Vascular clamp 2</td><td>BBraun</td><td>FE740K</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic forceps</td><td>BBraun</td><td>BH110</td><td></td></tr><tr><td>10.0 sutures</td><td>BBraun</td><td>G1117041</td><td></td></tr><tr><td>6.0 sutures</td><td>BBraun</td><td>768464</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine science tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Medicon</td><td>11.82.18</td><td></td></tr><tr><td>Ocular ointment</td><td>Pharmachemie</td><td>41821101</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine tincture 0,5%</td><td>Leiden University Medical Center</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Leo Pharma</td><td>012866-08</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>RB Pharmaceuticals&amp;nbsp;</td><td>283732</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmachemie</td><td>45,112,110</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia mask</td><td>Maastricht university</td><td>custom made</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Actavis</td><td>AAAC6877</td><td></td></tr><tr><td>Dexmedetomidine</td><td>Orion</td><td>141-267</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Bipharma</td><td>15923002</td><td></td></tr><tr><td>Continuous anaesthetic induction chamber</td><td>Vet-tech solutions</td><td>AN010R</td><td></td></tr></tbody></table>

a novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the exact pathophysiology remains unknown. In order to unravel the pathophysiology a murine model of AVF-failure was developed in which the configuration of the anastomosis resembles the preferred situation in the clinical setting. A model was described in which an AVF is created by connecting the venous end of the branch of the external jugular vein to the side of the common carotid artery using interrupted sutures. At a histological level, we observed progressive stenotic intimal lesions in the venous outflow tract that is also seen in failed human AVFs. Although this procedure can be technically challenging due to the small dimensions of the animal, we were able to achieve a surgical success rate of 97% after sufficient training. The key advantage of a murine model is the availability of transgenic animals. In view of the different proposed mechanisms that are responsible for AVF failure, disabling genes that might play a role in vascular remodeling can help us to unravel the complex pathophysiology of AVF failure.

Nach dem Anlegen der Anastomose (Abbildung 1), sollte die Durchgängigkeit von kurz Verschließen des venösen Ausflusstrakt mit einem Gefäß Zange beurteilt werden. Wenn die Anastomose Patent ist, sollte die Gefäßwege proximal zur Okklusion eindeutig in einer pulsartigen Weise erweitern. Zusätzlich wird die Durchlässigkeit unter Verwendung nahen Infrarot Fluoroskopie (NIRF) bestätigt, die effektiv als Angiographie Funktionen (Abbildung 2). Ein Ausfall in der chirurgischen Prozedur kann zu einer Verstopfung der Anastomose führen wie in (2) dargestellt. Dieser Fehler kann durch eine zu enge Fläche Anastomosen, Torsion der Gefäße, unzureichende Heparindosis oder einer zufälligen Nahtplatzierung verursacht werden, dass die Vorderseite der Anastomose an der Rückseite verbindet. Bei einer histologischen Ebene kann der Prozess der Gefäßumbau in AVF elegant Verwendung dieses Modells untersucht werden. Vaskuläre Remodelling in AVF tritt als Folge derErhöhung des Blutflusses und Druck. In Mäusen wird diese Reaktion durch eine Erhöhung der Umfangs gekennzeichnet (beispielsweise nach außen Remodeling) zu einer Erhöhung der luminalen Fläche in den ersten 2 Wochen nach der Operation führt. Nach diesen 2 Wochen nimmt die luminale Fläche progressiv durch einen Anschlag in der nach außen laufenden Umbau und Verdickung der Intima. Die Bildung dieser progressive Stenosen führt zu Verstopfung von 50% der AVF nach 4 Wochen nach der Operation. Daher Punkt die optimale Zeit, um die AVFs zu ernten würde bei 2 Wochen nach der Operation, da in dieser Phase AVF korrekte Analyse der Gefäßreaktion in Patent noch durchführbar ist. Immunfärbung des venösen Ausflusstrakt bei 2 Wochen nach der Operation zeigt, dass das Zellkompartiment der Intima überwiegend alpha-Aktin der glatten Muskulatur (α-SMA) positive Zellen (Abbildung 3) besteht, wie in fehlgeschlagenen menschlichen AVFs und 7 beobachtet. Im Hinblick auf die Komplexität der<html> mikrochirurgische Verfahren, es ist realistisch mit technischem Versagen des Verfahrens in einem Anteil der Mäuse zu rechnen. In unseren Händen, war die Erfolgsquote des Verfahrens 67% am Anfang. Doch mit Weiterbildung wurde diese Rate auf 97% erhöht. Die Hauptursache des Scheiterns war Blutungen (60%), gefolgt von akuten Thrombose (27%) und anesthesia- Todesfälle (13%). Nach ausreichender Ausbildung kann der chirurgische Eingriff in etwa 1 Stunde durchgeführt werden. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53294/53294fig1.jpg" /> Abbildung 1. Detaillierte Schema des chirurgischen Eingriffs (A - T). Die wichtigsten Schritte für die erfolgreiche Schaffung einer AVF. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53294/53294fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Re 2 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 53294 / 53294fig2.jpg &quot;/&gt; Abbildung 2. Die makroskopische Bilder von Patent- und verschlossenen AVFs. (A) Ein Patent AVF mit einer Gefäßklemme an der distalen Arteria carotis communis. (B) einer verstopften AVF. (Weißer Pfeil) zeigt die Richtung des Blutflusses. (C) Ein Patent AVF demonstriert mit Nah-Infrarot-Durchleuchtung. (Roter Pfeil) zeigt Arterie. (blauer Pfeil) zeigt venöse Ausflusstrakt. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53294/53294fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/53294/53294fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die histologische Färbungen des venösen Ausflusstrakt des AVF an Tag 14 im Vergleich zu nicht operierten Kontrollgefäße (A - B). Morphologische Übersicht mit Hämatoxylin, Phloxin und saffron einen deutlichen Anstieg der Behälterumfang und Intimahyperplasie 14 Tage nach der AVF Schaffung Entwicklung zeigt. (C - D) Immunhistochemische Färbung zeigt, daß die Mehrzahl der Zellen präsentieren den Intimahyperplasie sind alpha smooth muscle actin positiv. (L) Lumen; (IH) Intimahyperplasie; Maßstab:. 200 &amp; mgr; m <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53294/53294fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail at JoVE.com

A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

A Novel Mausmodell der arteriovenöse Fistel Ausfall: Der chirurgische Eingriff im Detail

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the ...

a-novel-murine-model-arteriovenous-fistula-failure-surgical-procedure

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

12.9K Aufrufe.  Leiden University Medical Center. Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

Serie: A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Forschung

Medizin

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of Abdominal aortic aneurysm (AAA) pathophysiology. There is no abdominal aortic aneurysm endograft exclusion model cheap and reproducible, which would allow deep investigations of AAA before and after treatment. We hereby describe how to induce, and then to exclude with a covered coronary stentgraft an abdominal aortic aneurysm in a rat. The well known elastase induced AAA model was first reported in 19901 in a rat, then described in mice2. Elastin degradation leads to dilation of the aorta with inflammatory infiltration of the abdominal wall and intra luminal thrombus, matching with human AAA. Endovascular exclusion with small covered stentgraft is then performed, excluding any interactions between circulating blood and the aneurysm thrombus. Appropriate exclusion and stentgraft patency is confirmed before euthanasia by an angiography thought the left carotid artery. Partial control of elastase diffusion makes aneurysm shape different for each animal. It is difficult to create an aneurysm, which will allow an appropriate length of aorta below the aneurysm for an easy stentgraft introduction, and with adequate proximal and distal neck to prevent endoleaks. Lots of failure can result to stentgraft introduction which sometimes lead to aorta tear with pain and troubles to stitch it, and endothelial damage with post op aorta thrombosis. Giving aspirin to rats before stentgraft implantation decreases failure rate without major hemorrhage. Clamping time activates neutrophils, endothelium and platelets, and may interfere with biological analysis.

Histological and biochemical modifications after aneurysm endograft exclusion are still unclear. We describe a new model of endograft implantation on a murine aneurysm. Through thrombus analysis with and without persistant circulating blood stream interface, and new endovascular biomaterials evaluation, this model will help to better understand endovascular aneurysm exclusion pathobiology.

Ein neues Mausmodell der endovaskuläre Aortenaneurysma Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Mausmodell der Femoralarterie Draht Verletzung mit Implantation einer Perivaskuläre Drug Delivery-Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The simple murine AVF model was combined with intraluminal administration of drug solution to the venous endothelium at the same time as fistula creation. Technical aspects of this model are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The infra-renal aorta and IVC are dissected for clamping. After proximal and distal clamping, the puncture site is exposed and a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta and into the IVC. Immediately after the puncture, a reporter gene-expressing viral vector was infused in the IVC via the same needle, followed by 15 min of incubation. The intraluminal administration method enabled more robust viral gene delivery to the venous endothelium compared to administration by the external route. This novel method of delivery will facilitate studies that explore the role of the endothelium in AVF maturation and enable intraluminal drug delivery at the time of surgical operation.

After puncturing the aorta through the inferior vena cava (IVC) to create an aorto-caval fistula in the mouse, solution containing a drug is infused into the IVC via the same needle, followed by incubation. This method enables more robust drug delivery to the venous endothelium compared to the external route.

Intraluminale Drug Delivery auf die Maus arteriovenöse Fistel Endothel

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Creating Radio-cephalic Arteriovenous Fistula in the Forearm with a Modified No-Touch Technique

Autologous arteriovenous fistula (AVF) is the primary and best option to obtain vascular access for hemodialysis treatment; other options are arteriovenous graft (AVG) and central venous catheterization (CVC). The implementation of radio-cephalic autologous arteriovenous fistula (RC-AVF) in the forearm was preferred among patients with superior vascular conditions. However, there is a high rate of early fistula failure. The chosen surgical method is understood to have an effect on the maturation of the fistula. New surgical procedures such as radial artery deviation and reimplantation (RADAR) have been significantly improved for juxta-anastomotic stenosis. Nevertheless, new problems such as stenosis of arteries and narrowing of surgical indication were also found. In this report, we presented a modified no-touch technique (MNTT) to create an RC-AVF, in which the venous and arterial wall avoid devascularization and the radial artery does not sever.

We present a modified no-touch technique (MNTT) to create a radio-cephalic arteriovenous fistula (RC-AVF) in which the venous and arterial wall avoid devascularization and the radial artery does not sever.

Herstellung einer radiozephalen arteriovenösen Fistel im Unterarm mit einer modifizierten No-Touch-Technik

Autologous arteriovenous fistula (AVF) is the primary and best option to obtain vascular access for hemodialysis treatment; other options are ...

A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement therapies such as hemodialysis continues to increase. Autogenous arteriovenous fistula (AVF) placement remains a primary vascular access option for ESRD patients. Unfortunately, approximately half of the hemodialysis patients experience dialysis access-related hand dysfunction (ARHD), ranging from subtle paresthesia to digital gangrene. Notably, the underlying biologic drivers responsible for ARHD are poorly understood, and no adequate animal model exists to elucidate the mechanisms and/or develop novel therapeutics for the prevention/treatment of ARHD. Herein, we describe a new mouse model in which an AVF is created between the left common iliac artery and vein, thereby facilitating the assessment of limb pathophysiology. The microsurgery includes vessel isolation, longitudinal venotomy, creation of arteriovenous anastomosis, and venous reconstruction. Sham surgeries include all the critical steps except for AVF creation. Iliac AVF placement results in clinically relevant alterations in central hemodynamics, peripheral ischemia, and impairments in hindlimb neuromotor performance. This novel preclinical AVF model provides a useful platform that recapitulates common neuromotor perturbations reported by hemodialysis patients, allowing researchers to investigate the mechanisms of ARHD pathophysiology and test potential therapeutics.

This protocol details the surgical steps of murine common iliac arteriovenous fistula creation. We developed this model to study hemodialysis access-related limb pathophysiology.

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement ...

A Modified Technique for Arteriovenous Fistula Construction in Rabbits

Juxta-anastomotic stenosis is a challenging problem that often causes non-maturation and decreases the patency of an arteriovenous fistula (AVF). Injury to the veins and arteries during the operation and hemodynamic changes can lead to intimal hyperplasia, leading to juxta-anastomotic stenosis. To reduce injury to the veins and arteries during the operation, this study proposes a new modified no-touch technique (MNTT) for AVF construction that can decrease the rate of juxta-anastomotic stenosis and improve the AVF patency. To unravel the hemodynamic changes and mechanisms of the MNTT, this study presented an AVF procedure using this technique. Although this procedure is technically challenging, 94.4% procedural success was achieved after adequate training. Ultimately, 13 out of 34 rabbits had a functional AVF 4 weeks after the surgery, leading to a 38.2% AVF patency rate. However, at 4 weeks, the survival rate was 86.1%. Ultrasonography showed active blood flow through AVF anastomosis. Furthermore, the spiral laminar flow was observed in the vein and artery near the anastomosis, suggesting that this technique may improve the hemodynamics of the AVF. On histological observation, significant venous intimal hyperplasia was observed at the AVF anastomosis, whereas no significant intimal hyperplasia was observed at the proximal external jugular vein (EJV) of the anastomosis. This technique will improve the understanding of the mechanisms underlying the use of MNTT for AVF construction and provide technical support for the further optimization of the surgical approach in AVF construction.

The present protocol proposes the creation of an arteriovenous fistula in rabbits using a modified no-touch technique. The technique involves the side-to-side anastomosis of the common carotid artery and external jugular vein without the dissection of the perivenous tissues or cutting off the artery.

Eine modifizierte Technik zur arteriovenösen Fistelkonstruktion bei Kaninchen

Juxta-anastomotic stenosis is a challenging problem that often causes non-maturation and decreases the patency of an arteriovenous fistula (AVF). Injury ...

Modifizierte arteriovenöse Fistelchirurgie zur Etablierung des RV-Volumenüberlastungs-Mausmodells

Establishment and Confirmation of a Postnatal Right Ventricular Volume Overload Mouse Model

Right ventricular (RV) volume overload (VO) is common in children with congenital heart disease. In view of distinct developmental stages,the RV myocardium may respond differently to VO in children compared to adults. The present study aims to establish a postnatal RV VO model in mice using a modified abdominal arteriovenous fistula. To confirm the creation of VO and the following morphological and hemodynamic changes of the RV, abdominal ultrasound, echocardiography, and histochemical staining were performed for 3 months. As a result, the procedure in postnatal mice showed an acceptable survival and fistula success rate. In VO mice, the RV cavity was enlarged with a thickened free wall, and the stroke volume was increased by about 30%-40% within 2 months after surgery. Thereafter, the RV systolic pressure increased, corresponding pulmonary valve regurgitation was observed, and small pulmonary artery remodeling appeared. In conclusion, modified arteriovenous fistula (AVF) surgery is feasible to establish the RV VO model in postnatal mice. Considering the probability of fistula closure and elevated pulmonary artery resistance, abdominal ultrasound and echocardiography must be performed to confirm the model status before application.

Autor im Rampenlicht: Etablierung und Bestätigung eines postnatalen Mausmodells für rechtsventrikuläre Volumenüberlastung  

This protocol presents the establishment and confirmation of a postnatal right ventricular volume overload (VO) model in mice with abdominal arteriovenous fistula (AVF), which can be applied to investigate how VO contributes to postnatal heart development.