The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

Ethics Statement: Maus Studien sind mit Genehmigung der University of Kentucky Institutional Animal Care und Verwenden Committee (: 2006-0009 IACUC Protokollnummer) durchgeführt. Mäuse werden nach Auflegen durch eine Überdosis von Ketamin Cocktail (~ 210 mg / kg) und Xylazin (~ 30 mg / kg) getötet. 1. Berechnung der AngII Betrag Hinweis: Dieses Protokoll wird am Beispiel Infusion AngII (1,000 ng / kg / min) während 4 Wochen in 4 männliche LDL-Rezeptor - / - Mäuse einen gesättigten Fettsäuren angereicherte Diät gefüttert. <ol><li> Wiegen Sie studieren Mäusen vor der Berechnung der Höhe der AngII zur Infusion benötigt wird. </li><li> Verwenden Sie die Vorlage (Tabelle 1), um die AngII Masse für das Experiment benötigte zu berechnen. Verwenden Sie die &quot;Mean Pumprate&quot; in der Gebrauchsanweisung der Pumpen als &quot;Pumprate&quot; in Schritt 4 der Vorlage angezeigt. In der Vorlage Rekord Schritte 1-5 manuell, und die Schritte 6-10 werden automatisch berechnet. <ol><li> In der Vorlage an, dassMäuse werden 1 g Körpergewicht während der Infusion von 1000 ng AngII / kg / min für 4 Wochen erhalten. HINWEIS: Jede Maus sehr unterschiedliche Körpergewichtszunahme, die von vielen Variablen, wie zB Mausstamm und Ernährung hängen müssen. Wir verwenden routinemäßig &quot;0&quot; oder &quot;1 g&quot; auf der Grundlage unserer eigenen Erfahrungen aus früheren Studien. </li><li> Berechnen Sie eine 300 ul Gesamtvolumen von AngII Lösung für jede Maus, da jede Pumpe benötigt ca. 250 ul. </li></ol></li></ol> 2. Die Auflösung des AngII <ol><li> Shop lyophilisiert AngII Fläschchen bei -20 ° C. Äquilibrieren AngII Fläschchen auf Raumtemperatur vor dem Öffnen. </li><li> Wiegen des berechneten AngII Masse (7,3 mg, wie in Tabelle 1 gezeigt) in einen sterilen Kunststoffrohr. HINWEIS: Pro Merck Index, keine Glasröhren zur Auflösung verwenden, da eine wässrige Lösung aus AngII hat eine starke Affinität für die Bindung an Glas. </li><li> Fügen Sie das berechnete Volumen steriler Kochsalzlösung (1.200 μl) in das Kunststoffrohr, das die lyophilisierte AngII, Kappe, und mischen durch Umdrehen, bis die Lösung klar ist. </li><li> Etikett Maus Nummern # 1, # 2, # 3 und # 4 auf einzelne sterile Plastikröhrchen mit Kappen (0,5 - 1,5 ml). Vorbereitung AngII Lösung unter einer laminaren Abzugshaube für jede Maus basierend auf dem Körpergewicht, wie in Schritt 1.2 und Tabelle 1 berechnet. <ol><li> Zum Beispiel Pipette 3,6 ul steriler Kochsalzlösung in das Rohr # 1, dann 296,4 ul AngII Lösung und mischen durch Auf-und Abpipettieren sanft. </li></ol></li><li> Label Maus Zahlen auf Kunststoffröhrchen mit Kappen (4 ml, steril). Diese werden zur Inkubation von Pumpen, wie in Schritt 3.13 beschrieben, verwendet werden. </li></ol> 3. osmotische Pumpe Füllung <ol><li> Erhalten Pumpen in zwei getrennten Teilen: dem Hauptkörper der Pumpe und dem Strömungsmoderator (Abbildung 1). Jede Box verfügt über 10 Pumpenkörper und Strömungs Moderatoren, die einzeln verpackt sind. Notieren Sie die Chargennummer. HINWEIS: Tragen Sie immerHandschuhen, da Öle von den Händen auf die Außenhülle von Pumpen übertragen wird sich negativ auf Pumpfunktion. Verwenden Sie sterile Handschuhe, Gaze, Rohre, Füllnadel und wiegen Boote, um die Pumpen vorbereitet, um das Risiko einer Infektion aus dem Implantat zu vermeiden. </li><li> Öffnen Sie nur die Anzahl der Pumpenkörper und Strömungs Moderatoren für das Studium benötigt, da diese nicht gespeichert einmal geöffnet werden. Wenn mehr als 10 Pumpen benötigt werden, sicherzustellen, dass die Chargennummern der Pumpen sind für eine Studie, da Pumpen verschiedener Chargen unterschiedliche mittlere Füllvolumen und Pumprate. </li><li> Wiegen Sie jede Pumpe (einschließlich sowohl des Hauptkörpers und der Strömungsmoderator), und notieren Sie das Gewicht auf 4 Nachkommastellen (zB 1,1443 g Maus # 1). Dieses Gewicht, bezeichnet als &quot;Pumpenleergewicht&quot; in der Vorlage (Tabelle 1), wird verwendet, um den gefüllten Verhältnis zu berechnen. </li><li> Befestigen Sie die Pumpe Füllnadel auf eine 1 cc sterile Spritze und sorgfältig füllen Sie die Spritze mit AngII Lösung aus dem geeignetnummerierten Kunststoffrohr. Es ist wichtig zu vermeiden, Luft in der Spritze. </li><li> Entferne alle Luftblasen sorgfältig aus der Spritze, während die Nadel nach unten gerichtet ist. Halten der Nadel / Spritze in dieser Position, um die Einführung von Blasen in die Pumpe zu verhindern. </li><li> Setzen Sie vorsichtig die Füllnadel in den Pumpenkörper. Vorab die Spitze der Nadel in die Pumpe. Ruhen darf die Spitze der Nadel fest an der Unterseite der Pumpe. </li><li> Drücken Sie den Spritzenkolben langsam auf die Pumpe mit AngII Lösung zu füllen. Ein dunkler Schatten in der Pumpe zeigt den Füllstand. Das Füllvolumen beträgt ca. 246 &amp; mgr; l pro Anleitung. </li><li> Stopp Befüllen der Pumpe und entfernen Sie vorsichtig die Nadel so schnell wie eine Perle von Flüssigkeit steigt aus der Pumpe. </li><li> Legen Strömungsmoderator in die Pumpe durch das Loch auf der Oberseite des Pumpenkörpers, bis kein Spalt zwischen dem Kopf des Strömungsmoderator und der Oberseite des Pumpenkörpers (Abbildung 1) zu sehen. </li><li> Einfügen von moderatoder in den Pumpenkörper führt zu einer gewissen Flüssigkeit von der Öffnung des Strömungsmoderator. Alle zusätzliche Flüssigkeit, die während der Platzierung von Moderatoren zugespielt haben könnte vorsichtig tupfen. </li><li> Wiegen gefüllt Pumpe. Das Gewicht unter &quot;Pump Gewicht Gefüllt&quot; in der Vorlage. </li><li> Berechnen Füllungsgrad (%) = (Gewicht Pump &quot;gefüllt&quot; - &quot;leer&quot;) x 1.000 / mittlere Füllvolumen x 100. <ol><li> Berechnen Füllungsgrad wie in Tabelle 1 angegeben Idealer, Füllungsgrad sollte gleich oder größer als 100% sein. Refill Pumpe, wenn der Füllungsgrad von &lt;95% (Verwicklung dass Luftblasen können in der Pumpe vorhanden). </li></ol></li><li> Zeigen gefüllt Pumpe in den markierten 4-ml-Röhrchen (Schritt 2.5) mit der Moderator den Kopf nach oben zeigt. In ausreichendes Volumen an steriler Kochsalzlösung, um die Pumpe zu decken. Halten Pumpe in Rohr von Kochsalzlösung bis zur Implantation. </li><li> Die Röhrchen in einem 37 ° C Inkubator. Inkubiere Pumpen O / N (mindestens 12 hr) zu Teil Priming zu ermöglichen, und dann in Mäuse implantiert. Pumpeing von AngII beginnt ungefähr 24 h nach der Implantation, die Mäuse, um sich von der Operation vor einer potenziellen Belastung während AngII Infusions sich zu erholen. </li></ol> 4. Vorbereitung für Pump Implantation <ol><li> Autoklaven (Schwerkraft-Modus, Trocken-Zyklus, 15 min) Gaze, Wattestäbchen und chirurgische Instrumente einschließlich Schere, Gefäßklemme, Pinzetten, Heftklammern und Hefter mindestens 1 Tag vor der Operation. </li><li> In einem Verfahren Raum, vorzubereiten Vaporizer für Narkose mit Isofluran. Öffnen Sie sterilen Tüchern in einer Sterilbank und legen Bugnase für Isofluran-Narkose. Zeigen betadine, 70% Ethanol, steriles Wasser, Perle Sterilisator, antiseptisch Händedesinfektion, Tupfer, Gaze, und füllte Pumpen in einer laminaren Haube. </li><li> Don eine Maske und Gewand, dann öffnen Sie eine äußere Tuch in einer laminaren Haube mit sauberen Händen. Setzen Sie auf sterile Handschuhe und öffnen Sie die sterile Innenpackung. </li></ol> 5. Chirurgisches Vorgehen der Pump Implantation <ol><li> Bewegen Sie die Maus in einem Induktions ChamBER mit Zufluss von Isofluran mit einer Flussrate von 1,5 - 2%. Überwachen Sie die Maus für eine zusätzliche 2-3 Minuten nach Festliegen. Rasieren Sie sich über eine Fläche etwa so groß wie ein Viertel, über den linken oder rechten Schulter. </li><li> Platzieren der Maus in einer laminaren Abzugshaube, mit der Nase fluchtend mit einem Kegel Isofluran Abfluss (2A) verbunden ist. Legen Sie den Kopf der Maus die Richtung dominanten Hand des Chirurgen. Verwenden vet Salbe auf die Augen Maus bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Sicherzustellen, dass die Maus keine Reaktion auf die Stimulation der Schmerz vor der Operation. So ist beispielsweise Pedalantwort ein guter Indikator für die Schmerzen. </li><li> Tupfer und wischen rasierte Fläche mit Betadin, gefolgt von drei Tücher mit 70% Ethanol. Don oder ändern Sie sterile Handschuhe. </li><li> Verwenden ein chirurgisches Skalpell, ein ~ 1 cm Einschnitt hinter dem Ohr über das Schulterblatt des vorderen Schenkels vorzunehmen. Dieser Einschnitt sollte senkrecht zum Schwanz. Seien Sie vorsichtig, um nur die Haut und nicht die darunter liegende Gewebe zu schneiden. </li><li> Halten forceps in der einen Hand den Schnitt öffnen, und mit der anderen Hand, um einen subkutanen Tunnel unter der Haut mit einer Gefäßklemme (2B) zu machen. </li><li> Voran hemostat Spitze in Richtung der Schwanz, und erstellen Sie eine Tasche für Pumpe. Dies geschieht durch vorsichtiges Öffnen der Backen der Gefäßklemme unter der Haut zu öffnen, ein Beutel durchgeführt. Ziehen Sie die Gefäßklemme aus Einschnitt. </li><li> Legen Pumpe in den Einschnitt mit dem Moderator Kopf an der Rückseite der Maus (Abbildung 2c) positioniert. Schieben Sie die Pumpe vollständig in die Tasche. Es sollte genügend Freiraum, um die Wunde ohne Spannung oder Dehnung der Haut schließen. </li><li> Sobald eine Pumpe eingesetzt wurde, fest klemmen beide Seiten des Einschnitts, Richten, damit die Kanten treffen, und setzen Sie 1 oder 2 Wundklammern zu schließen (2D). Überprüfen Sie die Einschnittstelle, um sicherzustellen, dass es die vollständige Schließung der Wunde, und dass die Pumpe nicht direkt auf der Website drücken. </li><li> Bewerben topische Lidocain-Creme(4% w / w) mit einem sauberen Baumwoll swab.Remove Maus aus dem Nasenkegel, und legen Sie sie auf einem Heizkissen, bis er das Bewusstsein wiedererlangt. Nach der Wiederherstellung wird die Maus in seinen Käfig zurück. </li><li> Legen Sie chirurgische Instrumente in ein Sicke Sterilisator für 10 Sekunden zwischen den Mäusen. Erlauben Instrumente vor Gebrauch zu kühlen. Saubere Handschuhe mit antiseptischen Händedesinfektion zwischen Mäusen. Überwachen Sie alle Mäuse, bis vollständige Genesung erreicht ist. </li><li> Überwachen Sie Mäusen eng nach der Operation. Speisen Sie einen Bolus von steriler Kochsalzlösung (0,2 bis 0,3 ml) subkutan, wenn eine Maus zeigt Anzeichen von Leiden, Dehydrierung oder scheinbare Gewichtsverlust. Zumindest zweimal täglich zu beobachten Mäusen während der ersten 10 Tage, und mindestens einmal täglich danach. Führen Sie eine Obduktion sofort, wenn Mäusen während AngII Infusions sterben. Entfernen Wundklammern zwischen 7 - 14 Tage nach der Operation. </li></ol> 6. Ernten, Befestigung, Reinigung, und Imaging von Aorten <ol><li> Schneiden Sie die Maus, Brust- und Bauchhöhle ventral, schneiden open rechten Vorhof Perfusion mit Salzlösung durch die linke Herzkammer des Herzens, um Blut in die Aorta zu entfernen, und Ernte der Aorta 27. </li><li> Platzieren geerntet Aorten in Kunststoffröhrchen, die mindestens 3 ml 4% Paraformaldehyd oder 10% neutral gepuffertem Formalin für 24 - 48 Std. 27 </li><li> Entfernen adventitiellen Gewebe sorgfältig. Pin Aorta auf schwarzem Wachs mit Stiften. Erwerben Aorten-Bilder mit gleicher Vergrößerung. Fügen Sie ein Lineal in jedem Bild zur Kalibrierung, wie in Abbildung 3 dargestellt. </li></ol> 7. En face-Imaging von Aorten <ol><li> Schnitten Aorta Längsrichtung durch den äußeren und inneren Krümmungs Aortenbogen und aufgeschnitten Hauptzweige einschließlich innominate, linken Halsschlagader und linken Schlüsselbeinarterie. Pin Aorta Wohnung mit Außen adventitiellen Verlegung neben dem schwarzen Wachs. </li><li> Erwerben en face Bild der Intima-Oberfläche Aorta bei gleicher Vergrößerung. Fügen Sie ein Lineal in jedem Bild zur Kalibrierung, als Erscheinenn in der 4. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+AT2+receptors+augments+angiotensin+II-induced+abdominal+aortic+aneurysms+and+atherosclerosis.">Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis.</a> Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+receptor-associated+protein+attenuates+angiotensin+II-induced+atherosclerosis+in+hypercholesterolemic+mice+without+influencing+abdominal+aortic+aneurysms.">Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms.</a> Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording,+a+tail-cuff+method.">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> J Vis Exp. (27), e1291 (2009).</li></ol>

Veröffentlichung dieses Artikels wird durch Alzet gesponsert.

Osmotische Pumpen liefern AngII subkutan ist eine Routine Ansatz zur Induktion von Aortenaneurysmen bei Mäusen. Basierend auf Daten von vielen Laboratorien haben kontinuierlich Ergebnisse, dass dies ein zuverlässiges und reproduzierbares Verfahren, um sowohl AAAs 3,4 und TAAs 22-26 in Mäusen untersucht. Daher wird dieses Mausmodell als ein Modell, das mehrere Funktionen des menschlichen Aortenaneurysmen rekapituliert und liefert mechanistische Einblicke in diese verheerenden Krankheiten. Während Altern ist ein Risikofaktor für AAA in den Menschen, es wurde nicht systematisch für AngII induzierten AAAs bei Mäusen untersucht. Es scheint jedoch, Häufigkeit und Schwere von AngII induzierten AAAs ähnlich bei Mäusen im Alter von 8 - 48 Wochen 4,5,7. Derzeit gibt es nur wenige Studien, die über AngII induzierten TAAs in Mäusen im Alter von 8 bis 24 Wochen 22 bis 26, die nicht offensichtlich altersbedingten Unterschiede auf TAA Bildung zeigte. Weibliche Mäuse haben eine viel geringere Inzidenz von AAAS als männliche Mäuse mit AngII 4,28 infundiert. Es ist auch erwähnenswert, dass das Auftreten von AngII induzierten AAAs in hyper- als normo-Cholesterolämie-Mäuse, die mehr als 50% gegenüber weniger als 30% ist, jeweils deutlich höher. Zusätzlich ist Aortenruptur häufige (ca. 10-30%) in beiden normo- und Hypercholesterinämie Mäusen während AngII Infusion. Die Infusion von AngII mit einer Rate von 1.000 ng / kg / min in Hypercholesterinämie Mäusen, wie LDL-Rezeptor - / - Mäusen gefüttert eine westliche Ernährung oder Apolipoprotein (ApoE) - / - Mäuse eine normale oder Western Diät gefüttert, hat eine maximale Wirkung auf AAA Entwicklung 3,4,29. Diese Infusionsrate optimal ist für eine Untersuchung, bei der Manipulation eines Gens von Interesse in hypercholesterolämischen Mäusen erwartet AAAs reduzieren. Wenn eine Manipulation in hypercholesterolämischen Mäusen erwartet AAAs vergrößern, empfiehlt es sich, AngII mit einer Rate von 500 ng / kg / min oder niedriger 30 zu infundieren. Im Gegensatz zu AAAs besteht keine Demonstrated Assoziation zwischen männlichen Geschlechts oder Hypercholesterinämie und AngII induzierten TAAs 25. Ähnlich wie AAA, wenn Manipulation eines Gens von Interesse wird erwartet, dass TAA zu erweitern, empfehlen wir Ihnen jedoch eine niedrigere Infusionsrate als 1000 ng / kg / min für AngII Infusion. Es ist auch wichtig zu wissen, dass Häufigkeit und Schwere von AngII induzierten Aortenaneurysmen variieren zwischen den einzelnen Mäusen und zwischen den Studien. Wenn Mäuse nicht Aortenaneurysmen zu entwickeln, ist eine potentielle Möglichkeit, dass AngII möglicherweise nicht erfolgreich in Mäusen geliefert haben. Zur Validierung einer hohen Infusionsrate von AngII wie 1,000 ng / kg / min, die Messung der Blutdruck wird vor und während der Infusion AngII empfohlen unter Verwendung einer nicht-invasiven Schwanzmanschettenverfahren 31. AngII Infusion mit einer Geschwindigkeit von 1000 ng / kg / min erhöht den systolischen Blutdruck bei Mäusen. Auch kann der Plasma-Renin-Konzentrationen während AngII Infusion oder bei Beendigung seit AngII hat eine negative Feedback zu r gemessen werdenenin Sekretion. Daher führt AngII Infusion zu einer Reduzierung der Plasma-Renin-Konzentration. Wenn eine Maus mit AngII infundiert keine offensichtliche Aortaerkrankungen, keine Erhöhung des Blutdrucks, und keine Abnahme der Plasma-Renin-Konzentration würde dies anzeigen, dass AngII wurde nicht effizient durch die implantierte osmotische Minipumpe geliefert. Wir würden empfehlen, das Entfernen dieser Maus aus der Studie. Es ist auch wichtig zu beachten, dass einige Mäuse nicht entwickeln, trotz erhöhter systolischer Blutdruck Aortenaneurysmen und verminderte Plasma-Renin-Konzentration. Diese Mäuse sollten in der Studie bleiben. Zusammengefasst ist AngII Infusion durch subkutane Implantation mit osmotischen Pumpen Aortenaneurysmen in Mäusen zu induzieren erreicht. Diese Methode liefert AngII ständig mit einer definierten Rate für bestimmte Zeitspannen, die verwendet werden, um beide AAAs und TAAs studieren.

Aortenaneurysmen weisen Permanentlumen Erweiterung der Aorta, der Bruch deutet und in der Regel zum Tode führt. Diese Krankheit tritt sowohl in Bauch- und Brustaorta Regionen, die als abdominalen Aortenaneurysmen (AAA) und Brust Aortenaneurysmen (TAA), jeweils bezeichnet werden. Aufgrund einer unvollständigen Verständnis der molekularen Mechanismen und pathophysiologischen Prozessen, gibt es keine bewährten medizinischen Therapie, die Ausdehnung oder Bruch der beiden Typen von Aortenaneurysmen verhindern kann. Da es schwierig ist, die Patientenproben zu erwerben und führen Experimente am Menschen direkt, Forschung mit Schwerpunkt auf der Festlegung der Mechanismen der AAAS wurde häufig von Tiermodellen extrapoliert. Eine häufig verwendete Tiermodell ist die subkutane Infusion von Angiotensin II (AngII) in Mäuse. Im Vergleich zu anderen chirurgischen Ansätze zur Induktion AAAs bei Mäusen, wie intraaortalen Elastase Perfusion oder peri-Aorten-Anwendung von Calciumchlorid, die Laparotomie 1,2 erfordern, dieser method nicht den Eintritt in die Körperhöhle erforderlich und erfordert nur minimale chirurgische Kompetenz 3,4. Subkutane Infusion AngII durch osmotische Pumpen AAAs induzieren, wurde zunächst in geringer Dichte-Lipoprotein (LDL) -Rezeptor berichtet - / - Mäusen gefüttert eine gesättigte Fettsäuren angereicherte Diät 3 und anschließend in apoE - / - Mäuse ein normales Labordiät 4 zugeführt. Viele neuere Studien haben auch gezeigt, dass AngII induziert AAAs in normolipidämischen Mäusen 5-7. Der Ansatz der Infusion AngII wurde angewendet, um AAAs induzieren und entdecken molekularen Mechanismen sowie die Entwicklung von potenziellen therapeutischen Strategien (zB 5-15), da dieses Modell rekapituliert viele Funktionen im menschlichen AAAs beobachtet. Zum Beispiel Risikofaktoren der menschlichen AAAs wie Rauchen, Alter und männliches Geschlecht vermehren auch AngII induzierten AAAs bei Mäusen 16,17. Der Verband der Hypercholesterinämie mit AAAs beim Menschen bedarf der Klärung. Allerdings hat es seinen konsequent, dass Hypercholesterinämie ergänzt AngII induzierten AAAs bei Mäusen 18. Pathologien der AngII induzierten AAAs bei Mäusen sind sehr heterogen und durch tiefe Makrophageninfiltration, Kollagenabbau, Thrombosebildung und Auflösung und Neovaskularisation 19-21 gekennzeichnet. Im Gegensatz zu den häufigsten infrarenalen Lage von AAAs in Menschen AngII induzierten AAAs in Mäusen in der Nebennierenaortaregion auftreten. Ein weiteres Merkmal der allgegenwärtigen AngII induzierten AAAS ist die transmurale medialen Bruch, was zu transmuralen Thrombose. Unklar ist, ob transmurale Elastin Bruch beim Menschen auftritt, da pathologischen Entwicklung AAAs beim Menschen nicht ausschließlich wegen des Mangels an aneurysma Geweben von früheren Stadien untersucht. AngII Infusion in Mäuse führt zu tiefgreifenden Expansion des Brustaortaregion, die überwiegend auf die aufsteigende Aorta, die die häufigste Region ist für TAAs in Menschen beschränkt ist <sup&gt; 19,22-26. Ähnlich wie AngII induzierten AAAs, TAAs beim AngII Infusion induzierte auch rekapitulieren viele Funktionen des menschlichen TAAs 25. Doch im Gegensatz zu AngII induzierten AAAs, AngII induzierten TAAs sind nicht mit Hypercholesterinämie assoziiert und keine Geschlechtsunterschiede haben. Das übergeordnete Ziel des subkutanen AngII Infusion in Mäusen ist es, pathologische Merkmale und molekularen Mechanismen der AAAS und TAA zu studieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Angiotensin II</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1705</td>
			<td>compound used to induce aortic aneurysms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alzet Osmotic Pumps</td>
			<td>DURECT Corporation</td>
			<td>Alzet Model 2004</td>
			<td>feasible for 28-day infusion in mice weighed &#62; 20 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saturated fat-enriched diet</td>
			<td>Harlan Teklad</td>
			<td>TD.88137</td>
			<td>42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Die 4 männlichen LDL-Rezeptor - / - im Protokoll beschrieben Mäuse wurden nach 4 Wochen AngII Infusions euthanasiert. Aorten wurden geerntet, gereinigt und abgebildet, um Aorta Streckungen visualisieren. Wie in Figur 3 gezeigt, haben die Aorten verschiedene Eigenschaften einschließlich Erweiterung der Nebennierenregion (AAAs; 3A), die Erweiterung der Steigbereich (TAAs; 3B) oder die Expansion beider Bereiche (Anwesenheit beider AAAs und TAAs, Fig 3C), während die Morphologie in eine Maus war grob normal (3D). Dilatation der Aorta abdominalis wird durch Messung der ex vivo maximale Breite der Nebennierenregion quantifiziert, wie von der roten Linie in 3A dargestellt. Zur Messung der aufsteigenden Aorta Dilatation wurden Aorten aufgeschnitten und gemerkt, wie in Abbildung 4 dargestellt. Intima-Oberfläche wurde in der aufsteigenden Aorta Bereich (Bereich von th umgeben gemessene rote Linien in 4A), um TAAs zu quantifizieren. Ein Lineal wurde in jedem Bild enthalten ist, um Messungen zu standardisieren, da in beiden Figuren 3 und 4 gezeigt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig1.jpg" /> . Abbildung 1. Repräsentative Bild gefüllt osmotischen Pumpe Jede Pumpe enthält zwei Teile: einen Hauptkörper und einen Strömungsmoderator. Nach dem Füllen der Pumpenkörper mit AngII wird die Strömungsmoderator eingeführt wird, um die Pumpe abzudichten. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig2.jpg" /> Figur 2. Prozess von Pumpenimplantationschirurgie (A) Maus wird in einen laminaren Haube mit einem Nasenkegel, der kontinuierlich ist Loslassen Isofluran und Sauerstoff zusammengebracht. (B) Ein gerader Hämostatikum in die Inzision einen subkutanen Tunnel bilden eingesetzt sind; (C) Die Pumpe wird durch das eingefügte<html> Hautschnitt sanft; (D) Der Hautschnitt wird nach Pumpe Einschub geheftet. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig3.jpg" /> Abbildung 3 Aortic Bilder (ex vivo) von Mäusen, infundiert AngII AngII 1,000 ng / kg / min wurde bei männlichen LDL-Rezeptor infundierten -. / - Mäusen 28 Tage. (A) AAAs begleitet von Thrombose; Rote Linie (2,05 mm) zeigt die Messung der maximalen Aorta-Breite in der Nebennierenregion. (B) aufsteigenden Aorta Dilatation (TAA) mit grob normalen Bauchaorta; (C) Profunde Streckungen sowohl in der aufsteigenden und Nebennieren Aorten-Regionen (TAAs und AAA); (D) grob normalen Aorta ohne offensichtliche Erweiterung der aufsteigender oder Nebennieren Aorten-Region. 4.jpg &quot;/&gt; Abbildung 4. En face Bilder der thorakalen Aorta Regionen aus Mäusen, die mit AngII AngII 1.000 ng / kg / min wurde bei männlichen LDL-Rezeptor-infundiert infundiert. - / - Mäuse für 28 Tage. Fläche durch eine rote Linie umrissen stellt die aufsteigenden Aorta Region einschließlich eines Teils der Aortenbogen. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 1 </td><td colspan="2"> Dosis erforderlich </td><td></td><td> 1000 </td><td colspan="2"> ng / kg / min </td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td colspan="3"> Starten Sie das Körpergewicht (größte Maus) </td><td> 24,8 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td colspan="3"> Geschätzte Gesamtkörpergewichtszunahme </td><td> 1 </td><td> g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> Pumprate </td><td></td><td></td><td> 0,25 </td><td> ul / hr </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td colspan="2"> Number von Mäusen </td><td></td><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td colspan="2"> Dosis pro Stunde für die Tier </td><td></td><td> 1518 </td><td> ng </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Conc erforderlich </td><td></td><td></td><td> 6072 </td><td> ng / ul </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="2"> Für 300 ul Lösung </td><td></td><td> 1.82 </td><td colspan="2"> mg / 300 &amp; mgr; </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td colspan="2"> LÖSUNG NOTWENDIG </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td colspan="2"> Gesamt AngII (mg) </td><td></td><td> 7.3 </td><td> mg </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10 </td><td colspan="2"> In Kochsalzlösung gelöst und# 160; </td><td></td><td> 1.200 </td><td> ul </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Maus </td><td> Körpergewicht </td><td> Verdünnungsfaktor </td><td colspan="2"> Volumen (ul) </td><td colspan="2"> Pump Gewicht (g) </td><td> Gefüllt Verhältnis </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salzig </td><td> Leer </td><td> Gefüllt </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0.9 </td><td> 278,2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 1.0 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0.9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="7"> Verdünnungsfaktor = Körpergewicht der Maus / Körpergewicht des größten Maus </td><td></td></tr></tbody></table><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Maus </td><td> Körpergewicht </td><td> Verdünnungsfaktor </td><td colspan="2"> Volumen (ul) </td><td colspan="2"> Pump Gewicht (g) </td><td> Gefüllt Verhältnis </td></tr><tr><td> # </td><td> (g) </td><td></td><td> AngII </td><td> Salzig </td><td> Leer </td><td> Gefüllt </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24,5 </td><td> 1.0 </td><td> 296,4 </td><td> 3.6 </td><td> 1,1443 </td><td> 1,3877 </td><td> 99 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 23,0 </td><td> 0.9 </td><td> 278,2 </td><td> 21,8 </td><td> 1,1677 </td><td> 1,4145 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24,8 </td><td> 1.0 </td><td> 300,0 </td><td> 0.0 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21,8 </td><td> 0.9 </td><td> 263,7 </td><td> 36,3 </td><td> 1,1438 </td><td> 1,3904 </td><td> 100 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Berechnung für die 28-Tage-Infusion über osmotische Pumpen.

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Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Subkutane Implantation von osmotischen Pumpen bietet eine praktische Vorgehensweise für eine längere und konsistente Bereitstellung von Verbindungen. Dieser Ansatz wurde ausgiebig verwendet, um sowohl in Bauch- und Brust Aortenaneurysmen in Mäusen untersucht werden.

Subkutane Angiotensin-II-Infusion mit osmotischen Pumpen induziert Aortenaneurysmen bei Mäusen

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

37.0K Aufrufe.  University of Kentucky.  Subkutane Implantation von osmotischen Pumpen bietet eine praktische Vorgehensweise für eine längere und konsistente Bereitstellung von Verbindungen. Dieser Ansatz wurde ausgiebig verwendet, um sowohl in Bauch- und Brust Aortenaneurysmen in Mäusen untersucht werden. 

Serie: Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Forschung

Medizin

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Generierung von subkutanen und Intrahepatische Menschenleberzellkarzinom Xenografts in immundefizienten Mäusen

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound and aortic blood pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is raised then lowered incrementally by intravenous infusion of vasoactive drugs phenylephrine and sodium nitroprusside. Aortic diameter is measured for each pressure step to characterize the pressure-diameter relationship of the ascending aorta. Stiffness indices derived from the pressure-diameter relationship can be calculated from the data collected. Calculation of arterial compliance is described in this protocol.
This technique can be used to investigate mechanisms underlying increased aortic stiffness associated with cardiovascular disease and aging. The technique produces a physiologically relevant measure of stiffness compared to ex vivo approaches because physiological influences on aortic stiffness are incorporated in the measurement. The primary limitation of this technique is the measurement error introduced from the movement of the aorta during the cardiac cycle. This motion can be compensated by adjusting the location of the probe with the aortic movement as well as making multiple measurements of the aortic pressure-diameter relationship and expanding the experimental group size.

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Mess aufsteigende Aorta Steifigkeit<em&gt; In-vivo-</em&gt; In Mäuse Mit Ultraschall

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

Evaluation of Stem Cell Properties in Human Ovarian Carcinoma Cells Using Multi and Single Cell-based Spheres Assays

Years of research indicates that ovarian cancers harbor a heterogeneous mixture of cells including a subpopulation of so-called &#8220;cancer stem cells&#8221; (CSCs) responsible for tumor initiation, maintenance and relapse following conventional chemotherapies. Identification of ovarian CSCs is therefore an important goal. A commonly used method to assess CSC potential in vitro is the spheres assay in which cells are plated under non-adherent culture conditions in serum-free medium supplemented with growth factors and sphere formation is scored after a few days. Here, we review currently available protocols for human ovarian cancer spheres assays and perform a side-by-side analysis between commonly used multi cell-based assays and a more accurate system based on single cell plating. Our results indicate that both multi cell-based as well as single cell-based spheres assays can be used to investigate sphere formation in vitro. The more laborious and expensive single cell-based assays are more suitable for functional assessment of individual cells and lead to overall more accurate results while multi cell-based assays can be strongly influenced by the density of plated cells and require titration experiments upfront. Methylcellulose supplementation to multi cell-based assays can be effectively used to reduce mechanical artifacts.

In vitro spheres assays are commonly used to identify cancer stem cells. Here we compare single with multi cell-based spheres assays. The more laborious single cell-based assays or methylcellulose supplementation give more accurate results while multi cell-based assays performed in liquid medium can be highly influenced by cell density.

Bewertung der Stammzelleigenschaften in Menschen Ovarialkarzinomzellen Mit Multi und Single Cell-basierte Assays Spheres

Years of research indicates that ovarian cancers harbor a heterogeneous mixture of cells including a subpopulation of so-called &#8220;cancer stem ...

Neurodegeneration in an Animal Model of Chronic Amyloid-beta Oligomer Infusion Is Counteracted by Antibody Treatment Infused with Osmotic Pumps

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It is well established that synapse loss and ensuing neurodegeneration are the best predictors for memory impairments in AD. Latest studies have emphasized the neurotoxic role of soluble amyloid-beta oligomers (A&#946;o) that begin to accumulate in the human brain approximately 10 to 15 yr before the clinical symptoms become apparent. Many reports indicate that soluble A&#946;o correlate with memory deficits in AD models and humans. The A&#946;o-induced neurodegeneration observed in neuronal and brain slice cultures has been more challenging to reproduce in many animal models. The model of repeated A&#946;o infusions shown here overcome this issue and allow addressing two key domains for developing new disease modifying therapies: identify biological markers to diagnose early AD, and determine the molecular mechanisms underpinning A&#946;o-induced memory deficits at the onset of AD. Since soluble A&#946;o aggregate relatively fast into insoluble A&#946; fibrils that correlate poorly with the clinical state of patients, soluble A&#946;o are prepared freshly and injected once per day during six days to produce marked cell death in the hippocampus. We used cannula specially design for simultaneous infusions of A&#946;o and continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps. This innovative in vivo method can now be used in preclinical studies to validate the efficiency of new AD therapies that might prevent the deposition and neurotoxicity of A&#946;o in pre-dementia patients.

To study the effects of A&#946;o in vivo, we developed a model based on repeated hippocampal infusions of soluble A&#946;o coupled with continuous infusion of A&#946;o antibody (6E10) in the hippocampus using osmotic pumps to counteract the neurotoxic effect of A&#946;o.

Neurodegenerative Erkrankungen im Tiermodell der chronischen Amyloid-beta-Oligomers Infusion wird durch Antikörper-Behandlung Angereichert mit osmotische Pumpen entgegen gewirkt

Decline in hippocampal-dependent explicit memory (memory for facts and events) is one of the earliest clinical symptom of Alzheimer&#39;s disease (AD). It ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimal Invasive Quer Aortakonstriktion bei Mäusen

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Full-root Aortic Valve Replacement by Stentless Aortic Xenografts in Patients with Small Aortic Roots

In patients with small aortic roots who need an aortic valve replacement with biological valve substitutes, the implantation of the stented pericardial valve might not meet the functional needs. The implantation of a too-small stented pericardial valve, leading to an effective orifice area indexed to a body surface area less than 0.85 cm2/m2, is regarded as prosthesis-patient mismatch (PPM). A PPM negatively affects the regression of left ventricular hypertrophy and thus the normalization of left ventricular function and the alleviation of symptoms. Persistent left ventricular hypertrophy is associated with an increased risk of arrhythmias and sudden cardiac death. In the case of predictable PPM, there are three options: 1) accept the PPM resulting from the implantation of a stented pericardial valve when comorbidities of the patient forbid the more technically demanding operative technique of implanting a larger prosthesis, 2) enlarge the aortic root to accommodate a larger stented valve substitute, or 3) implant a stentless biological valve or a homograft. Compared to classical aortic valve replacement with stented pericardial valves, the full-root implantation of stentless aortic xenografts offers the possibility of implanting a 3-4 mm larger valve in a given patient, thus allowing significant reduction in transvalvular gradients. However, a number of cardiac surgeons are reluctant to transform a classical aortic valve replacement with stented pericardial valves into the more technically challenging full-root implantation of stentless aortic xenografts. Given the potential hemodynamic advantages of stentless aortic xenografts, we have adopted full-root implantation to avoid PPM in patients with small aortic roots necessitating an aortic valve replacement. Here, we describe in detail a technique for the full-root implantation of stentless aortic xenografts, with emphasis on the management of the proximal suture line and coronary anastomoses. Limitations of this technique and alternative options are discussed.

Full-root aortic valve replacement by stentless aortic xenograft is a viable option in patients with small aortic roots. We describe, a technique for the full-root implantation of stentless aortic xenografts, with emphasis on the management of the proximal suture line and coronary anastomoses, and discuss its limitations and alternative options.

Vollwurzel Aortenklappenaustausch durch stentless Aortic Xenotransplantate bei Patienten mit kleinen Aortenwurzeln

In patients with small aortic roots who need an aortic valve replacement with biological valve substitutes, the implantation of the stented pericardial ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Eine geschlossen Kasten Modell quer Aortenstenose Verengung bei Mäusen zu induzieren

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Improved Registration of 3D CT Angiography with X-ray Fluoroscopy for Image Fusion During Transcatheter Aortic Valve Implantation

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to facilitate anatomical guidance is of huge interest for complex cardiac interventions like TAVI procedures with cerebral protection. Co-registration of CTA and XR has been introduced either based on additional intraoperative non-/contrast-enhanced cone-beam computed tomography (CBCT) or two separate aortograms. With the related increase of radiation exposure and/or contrast agent (CA) dose, a potential additional risk for the patient is introduced. Here, we propose a modified co-registration approach making use of arteriograms of the iliofemoral arteries, routinely performed during the femoral puncture and sheath introduction. On-the-fly refinement of the co-registration during the on-going procedure enables accurate co-registration without any additional angiograms, thus reducing CA, XR dose and procedure time, while simultaneously improving operator confidence and procedure safety.

The aim of this study was to improve the co-registration for image fusion (IF) of pre-interventional CT data with real-time x-ray (XR) fluoroscopy during transfemoral transcatheter aortic valve implantation (TAVI).

Registrierung von 3D CT-Angiographie mit Röntgen-Durchleuchtung für Image Fusion bei Transkatheter-Aortenklappe-Implantation verbessert

The fusion of 3D anatomical models derived from high-fidelity pre-interventional computed tomography angiography (CTA), and x-ray (XR) fluoroscopy to ...

Electrocardiogram Recordings in Anesthetized Mice using Lead II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and pharmacological information regarding the electrocardiogram. However, making electrocardiogram measurements in small animals in vivo, such as mice, has been challenging. To this end, we used an electrocardiogram recording method in anesthetized mice with many advantages: it is a technically simple procedure, is inexpensive, has short measuring time, and is affordable, even in young mice. Despite the limitations with using anesthesia, comparisons between control and experimental groups can be performed with enhanced sensitivity. We treated mice with agonists and antagonists of the autonomic nervous system to determine the validity of this protocol and compared our results with previous reports. Our ECG protocol detected increased heart rates and QTc intervals on treatment with atropine, decreased heart rates and QTc intervals after carbachol treatment, and higher heart rates and QTc intervals with isoprenaline but did not note any change in ECG parameters on administration of propranolol. These results are supported by previous reports, confirming the reliability of this ECG protocol. Thus, this method can be used as a screening approach to making ECG measurements that otherwise would not be attempted due to high cost and technical difficulties.

We present an ECG protocol that is technically easy, inexpensive, fast, and affordable in small mice, and can be performed with enhanced sensitivity. We suggest this method as a screening approach for studying pharmacological agents, genetic modifications, and disease models in mice.