Mark J. Kearns erhält Unterstützung von der UBC Clinician Investigator Program (durch das Royal College of Physicians and Surgeons of Canada ausgezeichnet) und der UBC 4YF Promotionsstipendium. John H. Boyd ist ein National Sanitorium Association und Michael Smith Foundation for Health Research Scholar. Finanzierung durch CIHR. Die Autoren danken Dr. M. Allard und Richard Wamboldt für ihre Unterstützung bei der Einrichtung und Wartung des Perfusionsausrüstung danken.

Alle Tiere wurden untergebracht und versorgt in Übereinstimmung mit nationalen und institutionellen Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Ethik Genehmigung für dieses Protokoll wurde von der University of Animal Care Committee British Columbia gewährt. Männlich, Sprague-Dawley Ratten mit einem Gewicht zwischen 300-450 g wurden für dieses Protokoll verwendet wird. 1. Donor Betrieb <ol><li> In etwa 100 ml Kardioplegie (RT) in einem zylindrischen Kolben auf lange intravenöse (IV) Katheterschlauch durch einen 3-Wege-Hahn verbunden ist. Verwenden Sie ein Stativ, um den Kolben auf etwa 80 cm über der Arbeitsoberfläche zu erhöhen, so dass Kardioplegie Lieferung durch die Schwerkraft. </li><li> Strukturen adäquat zu visualisieren, verwenden Sie ein Paar von Lupenbrillen oder einem Binokular. HINWEIS: Wir verwenden derzeit ein Fernglas Operationsmikroskop mit 3.4 - 21.3X Vergrößerung. </li><li> Setzen Sie den Spender in einem Narkosekammer und veran Anästhesie mit 4 - 5% Isofluran. </li&gt; <li> Übertragen Sie die Ratte auf eine Betriebsplattform und Aufrechterhaltung einer Narkose durch Nasenkegel mit 1-2% Isofluran. Bewerben vet Salbe auf die Augen des Tieres bis zur Trockenheit zu verhindern. Verwalten Midazolam (2 mg / kg) intraperitoneal mit einer 25 G-Nadel. </li><li> Verwendung von chirurgischen Knipser, rasieren die Spender von xiphisternum zu Unterkiefer. Rasur einen kleinen Bereich der linken Leiste (für nachfolgende IV-Zugriff). Tragen Sie eine depilating Mittel auf die Wirkflächen, warten Sie etwa 5 Minuten, und entfernen Sie das Haar mit einem Stück Gaze. </li><li> Prep die Operationsstellen mit einer PVP-Jod oder Chlorexidin-basierte Lösung (wir nur Chlorhexidin verwenden). Infiltrieren die incisional Sites mit 0,1 bis 0,5% Lidocain subkutan. </li><li> Sichern Sie sich die Vorderbeine und linken Hinterlauf auf die Betriebssystem-Plattform mit Klebeband, so dass die rechte Hinterlauf frei für die Überwachung der Narkosetiefe und der Vitalfunktionen. </li><li> Nachdem eine angemessene Narkosetiefe durch Pedal Prise, einen Einschnitt in der linken Leistenfalte mitein 22-Klinge Skalpell. Stumpf, setzen die linke V. femoralis communis und erhalten Zugang IV wie folgt: <ol><li> Vorsichtig einfahren, die über der Vena femoralis Gewebe und kanülieren die Vene mit einer 24 G IV. Verbinden Sie den IV auf eine kurze Länge von Kochsalzlösung gefüllte IV-Schlauch, und sichern Sie den Schlauch an Ort und Stelle mit Klebeband. HINWEIS: Das Verfahren für die Oberschenkel Venen-Kanülen in Ratten wird an anderer Stelle von Jespersen und Kollegen 14 beschrieben. </li><li> Verbinden eines Kochsalzlösung gefüllten 10 ml Spritze mit dem IV-Schlauch, vorsichtig aspirieren Blut um die korrekte Positionierung des IV zu gewährleisten. </li><li> Injizieren 300-500 IE unfraktioniertem Heparin durch den IV-Schlauch, und anschließend mit 3 spülen Sie den Schlauch - 5 ml Kochsalzlösung. </li></ol></li><li> Als nächstes tracheotomize den Spender wie folgt: <ol><li> Machen Sie eine Mittellinienschnitt in den Weichteilen zwischen der Halsschlag Kerbe und Unterkiefer mit einem 22-Blatt-Skalpell. Dringen in die Kapsel der Schilddrüse in der Mittellinie mit Metzenbaum Schere und separate seinen Lappen mit stumpf. </li><li> Verwendung stumpf, trennen Sie die Halsmuskulatur des Halses in der Mittellinie, um die Vorderfläche der Luftröhre freizulegen. </li><li> Verwenden einer gebogenen Pinzette stumpf sezieren einen umlaufenden Ebene um die Luftröhre. Umschließen die Luftröhre mit einem 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Verwendung Iris Schere, einen Quereinschnitt im vorderen Luftröhre, etwa 5 mm unterlegen Schildknorpels. Sanft führen die Trachealkanüle (a 14 G IV) und befestigen Sie sie mit Hilfe des 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Schließen Sie die Trachealkanüle mit einem mechanischen Ventilator. Leiten Sie die Zufuhr von Sauerstoff und Isofluran durch den Beatmungskreislauf, und lüften Sie den Spender mit einer Rate und Atemvolumen durch sein Gewicht 13 vorhergesagt. </li></ol></li><li> Einen Einschnitt in der Mittellinie der Brust (unter Verwendung eines 22-Blatt-Skalpell), zur Verlängerung der Schnitt an der Halsschlag Kerbe unterhalb des xipisternum. </li><li> Der Aufenthalt in der Mittellinie, Führen Sie eine mediane Sternotomie mit einem Knochenschneider. Einfahren der Kanten des Sternums mit einer Selbsthalter. Geben Sie den Herzbeutel und Pleurahöhlen. </li><li> Führen Sie eine Thymektomie. Am einfachsten ist es zunächst unverblümt teilen den Thymus in der Mittellinie, und dann trennen sie vom umgebenden Strukturen mit einer Kombination von stumpfer und scharfer Dissektion. HINWEIS: Der Ursprung der Brustwandarterien kann, wenn sezieren die Thymusdrüse entfernt von den überlegenen Brustbeinkanten verletzen. Um Blutungen zu verhindern, kann hämostatischen Klammern, bevor Sie den Thymus an diesen Stellen aufgebracht werden. </li><li> Verwendung Metzenbaumschere und / oder eine scharfe Lauer, sezieren peri-Kava Fett weg von der unteren Hohlvene (IVC). Stellen Sie sicher, dass der IVC ist relativ frei von Fett und Bindegewebe aus dem Cavo-atrial Kreuzung superior, auf die Membran inferior. </li><li> Mit einem scharfen Lauer, in Umfangsrichtung frei die obere Hohlvene (SVC) und umschließen Sie es mit einem 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Als nächstes sezieren dielinks Hohlvene frei von umgebenden Strukturen, und unterbinden sie proximal und distal mit 4-0 Seidenkrawatten. Resezieren die dazwischen liegenden Teil des Cava, den linken Schlüsselbeinarterie freizulegen. </li><li> In Umfangsrichtung frei Aortenbogen Gefäße mit einem scharfen Lauer. Bewerben proximalen und distalen Wundklammern an den Truncus, und teilen sie zwischen den Clips. Lassen Sie die linke Halsschlagader und der linken Schlüsselbeinarterie un-abgeschnitten. </li><li> Als nächstes kanülieren die SVC mit 24 G IV-Katheter. Sichern Sie den Katheter mit dem zuvor platzierten 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Bereiten Sie sich für eine zweckmäßige, aber schonende Transplantat Ernte. </li><li> Mit Hilfe einer scharfen Schere, teilen Sie die IVC nur besser als die Zwerchfellfläche. Teilen Sie die SVC überlegen seinen Kanülierungsstelle, sicherzustellen, dass in der Nähe der Atemwege Strukturen nicht verletzt. </li><li> Schalten Sie das Beatmungsgerät und ziehen Sie das Luftröhrenkanüle. Transekt die Luftröhre proximal. </li><li> Fassen Sie die Luftröhre durchschnitten mit einer Pinzette und entfernen Sie das Herzund Lunge en-bloc. Dies wird leichten Zug mit scharfen Dissektion erforderlich wie die Herz-Lungen-Transplantat wird entfernt. Trennen Sie die Luftröhre von der zugrunde liegenden Speiseröhre. Nicht zu verletzen, die absteigende Aorta, so dass eine lange Teil davon intakt nach der Ernte bleibt. </li></ol> 2. Herstellung der Herz-Lungen-Graft HINWEIS: beim Ausfüllen dieses Teils des Verfahrens sollte ein Assistent sein Betäubung den Empfänger Nager und die Vorbereitung für Graft-Implantation. <ol><li> Legen Sie die Herz-Lungen-Transplantat auf chirurgische Gaze mit der Vorderfläche des Herzens nach unten. Mit scharfen Dissektion, entfernen Sie alle verbleibenden Speiseröhre, die Vermeidung von Verletzungen der hinteren Atemwege. </li><li> Suchen Sie die Aorta descendens und legen Sie eine 16 G stumpfen Kanüle. Sichern Sie die Kanüle an Ort und Stelle mit einem 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Suchen Sie die Aortenbogen Gefäße und einer chirurgischen Klammer gelten für die linken Schlüsselbeinarterie. Lassen Sie die linke Halsschlagader un-beschnitten für UnterFolge Entlüftung. </li><li> Verwalten der ersten Dosis von Kardioplegie durch Verbinden des Kardioplegie-Schlauch an den 16 G Aortenkanüle. Die Halsschlagader ist vorübergehend mit einer Pinzette verschlossen werden, um eine ausreichende Abgabe von Kardioplegielösung zu gewährleisten. HINWEIS: Ein Vorteil mit der Aortenkanüle angebracht ist, dass Kardioplegie kann kontinuierlich und / oder periodisch, wie gewünscht, verabreicht werden. Für intermittierenden Dosierung, liefern wir in der Regel jedes Kardioplegie 10-15 min in 5 ml Bolus über 30 - 45 sec. </li><li> Verwendung Metzenbaumschere und / oder eine scharfe Lauer, sezieren peri-Aorten-Fett weg von der Aorta. Stellen Sie sicher, dass die Aorta relativ frei von Fett und Bindegewebe von der linken Schlüsselbeinarterie (distal Bogen), um seine Kanülierungsstelle. </li><li> Als nächstes setzen den linken Hauptbronchus mit einem scharfen Lauer, und ligieren es proximal mit einem 4-0 Seidenkrawatte. Transekt den linken Bronchus distal der Ligatur mit Iris Schere. Führen Sie eine links Pneumonektomie durch Ligation des linken LungenArterie und Vene mit 4-0 Seidenkrawatten. Transekt distal der Ligatur und entfernen Sie die linke Lunge. </li><li> Wie oben, entfernen Sie alle anderen Lungenlappen mit Ausnahme der rechten Ober- und Mittellappen. Nicht zu verletzen, die IVC in den Prozess der Durchführung lobectomies. </li><li> Verbinden Sie den Schlauch mit dem Kardioplegie Aortenkanüle und verwalten kontinuierliche Kardioplegie während der Empfänger ist in Vorbereitung. Legen Sie die Herz-Lungen-Transplantat in einem sterilen Behälter (zB ein Becherglas). </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Betäuben den Empfänger nach der Geberbetrieb vor. Verwenden vet Salbe auf die Augen des Tieres vor dem Austrocknen zu schützen. Bestätigen Narkose häufig durch Pedal Prise. </li><li> Positionieren Sie das Tier nach der Geberbetrieb, diesmal Verlassen des rechten Vorderbein frei, Vitalzeichen und Narkosetiefe zu überwachen. </li><li> Rasieren Sie den Bauch von xiphisternum Penis. Rasur einen kleinen Bereich der linken Leiste (für nachfolgende IV-Zugriff). Tragen Sie einedepilating Mittel auf die Wirkflächen, warten Sie etwa 5 Minuten, und entfernen Sie das Haar mit einem Stück Gaze. </li><li> Prep die Operationsstellen mit einer Povidon-Jod oder Chlorexidin basierende Lösung. Infiltrieren die incisional Sites mit 0,1 bis 0,5% Lidocain subkutan. </li><li> Tracheotomize und lüften Sie den Empfänger wie oben angegeben. Alternativ halten Sie den Empfänger unter Nasenkegel Anästhesie. </li><li> Einführung eines Katheters in die Vena femoralis, wie oben beschrieben. Injizieren 300-500 IE unfraktioniertem Heparin durch den IV-Schlauch, und anschließend mit 3 spülen Sie den Schlauch - 5 ml Kochsalzlösung. </li><li> Führen Sie eine Laparotomie, indem Sie eine Mittellinie Bauchschnitt mit einem 22-Blatt-Skalpell aus xiphisternum Penis. Ziehen Sie die Bauchdecke mit einem Wundspreizer. Als nächstes zurückzuziehen den Darm nach oben und zur linken Seite der Ratte. Wickeln Sie sie in warm, mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Setzen Sie das IVC und Bauchaorta von scharf Sezieren durch die darüber liegende Wiedertro-Bauchfett. </li><li> Eine gekrümmte Gefäßklemme verfügbar und bereit. </li><li> In Umfangsrichtung frei den IVC und der Aorta proximal und distal und umgeben sie mit 4-0 Seidenkrawatten. 3 cm Abstand zwischen diesen Seiten - Es sollte ungefähr 2 sein. </li><li> Die gekrümmte Gefäßklemme vorsichtig anzuwenden, um sicherzustellen, dass ein ausreichender Teil sowohl IVC und der Aorta oberhalb der Backen der Klemme ausgesetzt. </li><li> Einen Einschnitt in der vorderen Wand der IVC mit einer 25 G-Nadel in eine Kochsalzlösung gefüllten 1 ml Spritze verbunden. Verlängern Sie den Schnitt mit Scheren Potts, um die Länge des Spenders IVC Öffnung entsprechen. </li><li> Entfernen Sie die Herz-Lungen-Transplantat aus seinem Behälter und trennen Sie es von Kardioplegie. Legen Sie das Transplantat in den Bauch des Empfängers in einer optimalen Position, um den venösen Anastomose durchzuführen. HINWEIS: Die Herz-Lungen-Transplantat letztlich leicht schräg ausgerichtet werden, wobei der Scheitelpunkt in Richtung des Bauches des linken unteren Quadranten. </li><li> Sichern Sie die Ferseund Zehenenden der Anastomose mit 9-0 Nylonnaht. Binden Sie eine sichere Knoten an jedem Ende, so dass die Nadel an einen langen Arm des Nahtmaterials befestigt ist, und eine kurze Ende des Fadens zu einem späteren Zeitpunkt gebunden werden, um. Verwalten Sie eine Dosis von Kardioplegie. </li><li> In Lauf Mode, komplette die Hälfte der Nahtlinie und Bindung an die gegenüberliegende kurze Naht Arm. Verwalten Sie eine Dosis von Kardioplegie. </li><li> Schließen Sie die andere Hälfte der Nahtlinie und binden Sie es nach unten. Die venöse Anastomose vollständig ist. Verwalten Sie eine Dosis von Kardioplegie </li><li> Richten Sie die Herz-Lungen-Transplantat mit der Herzspitze in Richtung des Bauches des linken unteren Quadranten. Stellen Sie sicher, dass die venöse Anastomose nicht geknickt oder verdreht werden. </li><li> Beurteilen Sie die Länge des Spender Aorta, die erforderlich sein werden, um den Empfänger zu erreichen Aorta, die Aufrechterhaltung sowohl IVC und Aorta anastomosiert in spannungsfreie und un-Kinked-Konfigurationen. </li><li> Teilen Sie den absteigenden Aorta (distal der linken Arteria subclavia) mit einer Iris Schere. </li><li> Machen Sie ein incision in der vorderen Wand der Aorta des Empfängers mit einer 25 G-Nadel in eine Kochsalzlösung gefüllten 1 ml Spritze verbunden. Verlängern Sie den Schnitt mit Scheren Potts, um die Länge des Spenders Aortenostium entsprechen. </li><li> Verankern Sie die Zehe (superior Aspekt) des Spenders Aorta an den Empfänger Aorta mit einem 9-0 Nylonnaht. Dann übergeben Sie die Nadel auf der medialen Seite der Aorta und füllen die Hälfte der Anastomose in Lauf Mode. </li><li> An der Ferse des Aorten-Anastomose, kehren Sie die Ausrichtung der Nahtlinie (ein Übergang in Richtung der Naht), und schließen Sie die seitliche Hälfte der Anastomose in Lauf Mode. </li><li> Entfernen Sie langsam den IV-Katheter in der SVC und Ligieren der SVC mit einer chirurgischen Klammer. </li><li> De-Luft die Aorta, indem Sie das un-abgeschnitten linke gemeinsame Halsschlagader. Halten Sie die Arterie offen, in einer aufrechten Position, mit denen die Luft frei geräumt werden. </li><li> Kurz öffnen die Backen des gekrümmten Gefäßklemme und damit die Halsschlagader zu bluten (dE-Luft) für 2 - 3 Sekunden. Erneut bewerben das Schiff Klemme. </li><li> Tragen Sie eine chirurgische Klammer in die Halsschlagader. Entfernen Sie die gekrümmte Gefäßklemme. </li><li> Überprüfen Sie für Blutungen an den Nahtlinien. Falls vorhanden, gelten sanfte Kompression mit chirurgischer Gaze oder Reparatur mit einer Länge von 9-0 Nylonnaht (abhängig von der Schwere der Blutung). </li><li> Das Spenderherz sollte wieder innerhalb von Minuten zu schlagen. </li><li> Achten Sie genau auf die Lebenszeichen des Empfängers ein Narkosetiefe und verwalten Volumengabe, wie gebraucht. </li><li> In Abhängigkeit von den experimentellen Endpunkten, schließen Sie das Tier Bauch und lassen Sie es von der Anästhesie zu erholen, oder bereiten Sie das Tier für kardiovaskuläre Beurteilung. Hinweis: Beispiele für Transplantat Beurteilung gehören in vivo Maßnahmen der lastabhängigen und lastunabhängige Hämodynamik, in vitro Maßnahmen der Funktion in Langendorff-Herz und Arbeitsweisen, und (in der Überlebens Chirurgie) echokardiographische oder MRT-Untersuchungen. </li><li> AmEnde der akuten Klemme Experimenten werden die Tiere durch Ausbluten getötet. </li></ol>

<ol>
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H., Xia, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+of+heterotopic+heart-lung+transplantation+in+the+rat.">The technique of heterotopic heart-lung transplantation in the rat.</a> J Tongji Med Univ. 6 (2), 67-70 (1986).</li><li>Ibrahim, M., Navaratnarajah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+abdominal+heart+transplantation+in+rats+for+functional+studies+of+ventricular+unloading.">Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading.</a> J Surg Res. 179 (1), e31-e39 (2013).</li><li>Asfour, B., Hare, J. 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G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Working+heart+model+of+heterotopic+heart-lung+transplantation+in+rats.">Working heart model of heterotopic heart-lung transplantation in rats.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 107 (1), 210-215 (1994).</li><li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., B&#225;tkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats.">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling,+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements.">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. (59), 3496-3410 (2012).</li><li>Habertheuer, A., Kocher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innovative,+simplified+orthotopic+lung+transplantation+in+rats).">Innovative, simplified orthotopic lung transplantation in rats).</a> J Surg Res. 185 (1), 419-425 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Erfolg mit der hier beschriebenen Technik wird von mehreren Faktoren ausgesagt werden. Key unter ihnen wird die Stabilität von Spender und Empfängertiere, die Annahme sorgfältige Operationstechnik, die sicher und mit minimalem Blutverlust verbunden ist, ist, dass die uneingeschränkte kardioplegischen Stillstand mit einheitlichen Transplantat Kühlung minimieren insgesamt ischämischen Zeit und in angemessener Entlüftung des Transplantats. Wie bereits anerkannt, ist die technische Komplexität der Technik, die ihre ...

The first rodent model of heterotopic abdominal heart transplantation (HAHT) was described by Abbott and colleagues in 19641. This technique, and subsequent modifications have been widely applied to characterize transplant graft function and immunologic status. The majority of HAHT techniques described involve a non-volume loaded heart2,3. Models of HAHT involving volume-loaded ventricles have been described, but they are frequently limited in one or more respects.
Heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) with a volume-loaded left ventricle (LV) has been described previously. Chen and colleagues4, and subsequently Ibrahim and colleagues5 described HAHLT with a single aorto-aortic (donor ascending to recipient abdominal aorta) anastomosis. The only volume load presented to the ventricle in this circulation is the coronary venous return. Asfour and colleagues described a HAHT technique in which the lung circuit was eliminated by anastomosing donor pulmonary artery (PA) to donor left atrium (LA)6. In this circulation, venous inflow to right ventricle (RV) occurs via a donor SVC to recipient IVC anastomosis, and the subsequent LV load is ejected into the aorto-aortic anastomosis. Cardiac function was partially assessed in vivo, and also in vitro using a Langendorff rig. Figueiredo and colleagues described a HAHLT model similar to our own7, but in mice. Venous inflow to the RV occurs via donor SVC to recipient IVC anastomosis. Blood subsequently passes through the single lung circulation and LV load is ejected into the aorto-aortic anastomosis. Cardiac function in their study was assessed by magnetic resonance imaging (MRI). Wen and colleagues described a unique HAHT technique in which the LV is loaded by means of a recipient aorta to donor LA anastomosis8. The LV, therefore, fills at systemic pressures. Cardiac function, and whether LV stroke volume is ejected antegradely in their model was not assessed.
Many of the techniques referenced above involve non-physiologic LV loading conditions, including the techniques whose partial LV load is represented only by coronary venous return. On the other hand, many techniques do approach physiologic LV loading. The majority of these techniques, as with the technique of Asfour and colleagues, omit the pulmonary circulation and utilize a donor PA to donor LA anastomosis6,9. The circulation described by Galinanes and colleagues10 employs a direct recipient cava to donor LA anastomosis, omitting the pulmonary circulation and the right heart. Yokoyama and colleagues achieve the same effect by ligating the donor PA and creating an interatrial communication in the donor heart (omitting donor lung and right heart circulations)11. The circulation of Maruyama and colleagues12 involves an anastomosis between donor left PA and recipient Ao, which permits LV filling via the pulmonary circulation as a conduit, but effectively excludes the right heart.
In cases where near physiologic loading conditions were met, we advance the technique of HAHLT in 2 major respects. First, to our knowledge, the exact configuration we report has not been described in rats. It is possibly the most versatile circulation for investigators wishing to study the physiology, structure, and immunology of the transplanted heart-lung graft. Second, we describe how the function of the transplant graft can be directly characterized in vivo. For this application, pressure-volume conductance catheters can be introduced directly into the LV apex of the transplant graft, which allows for complete cardiac functional characterization. 
The technique described here can be applied to both acute and chronic studies of transplant graft function, while the functional assessment may be performed either in vivo or in vitro. We present a model in which the loading conditions can be near physiologic, however the degree of ventricular loading may be manipulated both acutely and chronically by diverting venous return towards or away from the graft. Afterload conditions can also be manipulated. Because the lung and its airway are retained in this transplant configuration, investigators can re-ventilate the donor lung acutely. Uniquely, lung re-ventilation changes the composition of blood perfusing the transplant coronary arteries. Under non-ventilated conditions, blood ejected from the donor aorta is deoxygenated, and mixes with oxygenated blood in the recipient aorta. Under acutely ventilated conditions, ejected blood becomes oxygenated. Thus, transplant graft function can be compared under ventilated and non-ventilated conditions, and also under variably loaded conditions.
The protocol below describes important modifications to previously described HAHLT donor and recipient operations. It also describes an optimal technique for protecting the transplant graft throughout the period of ischemia (time between donor explant and recipient implant). Advantages of this technique include physiologic conditions potentially approaching that of an orthotopically transplanted graft, and a wide range of investigative applications. An important limitation is its technical complexity. With adequate mentoring and practice, the advantages of this technique will likely outweigh the challenges in adopting it.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Material/Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celsior Cardioplegic Soution</td>
			<td>Genzyme</td>
			<td></td>
			<td>The solution is kept on ice throughout the procedure. We prepare our own solution, with slight modifications.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Ventilator</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>Model 683</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vital Sign Monitor</td>
			<td>Nonin</td>
			<td>Model 9847V</td>
			<td>Displays SpO2 and heart rate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Cannulae</td>
			<td>Jelco</td>
			<td>3063</td>
			<td>24-26G x 3/4&#34; cannulae.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Tubing</td>
			<td>CareFusion</td>
			<td>MP9259-C</td>
			<td>Short-length connector tubing (18cm).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Clips</td>
			<td>Teleflex Medical</td>
			<td>001204</td>
			<td>Horizon titanium ligating clips.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures</td>
			<td>Ethicon, Sharpoint</td>
			<td>LA54G, AK-0107</td>
			<td>3-0 silk reel, and 9-0 prolene suture (single-armed, DR5 needle).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Instruments</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>The instruments used are generic, and can be purchased from any surgical supply company.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat heterotopic abdominal heart/single-lung transplantation in a volume-loaded configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

Die oben beschriebene HAHLT Technik ist sehr technisch und erfordert viel Liebe zum Detail. Tabelle 1 stellt einige der wichtigsten Faktoren im Vergleich mit erfolgreichen erfolglosen Verfahren verbunden und kann als Leitfaden für die Fehlersuche technischen Schwierigkeiten verwendet werden. Nachdem der Empfänger Aorta wird ausgespannt, sollten die Transplantat Koronararterien zu sehen, um mit sauerstoffreichem Blut zu füllen. Dementsprechend sollte das Myokard zu rosa un...

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Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

rat-heterotopic-abdominal-heartsingle-lung-transplantation-volume

Research

JoVE Journal

Medicine

8.3K Aufrufe.  UBC James Hogg Research Center, St. Paul's Hospital. We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Serie: Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Lebertransplantation bei der Ratte

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Forschung

Medizin

Heterotopic Auxiliary Rat Liver Transplantation With Flow-regulated Portal Vein Arterialization in Acute Hepatic Failure

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the failing native liver has regenerated.1-3 The APOLT-method, the orthotopic implantation of auxiliary segments- averts most of the technical problems. However this method necessitates extensive resections of both the native liver and the graft.4 In 1998, Erhard developed the heterotopic auxiliary liver transplantation (HALT) utilizing portal vein arterialization (PVA) (Figure 1). This technique showed promising initial clinical results.5-6 We developed a HALT-technique with flow-regulated PVA in the rat to examine the influence of flow-regulated PVA on graft morphology and function (Figure 2).
A liver graft reduced to 30 % of its original size, was heterotopically implanted in the right renal region of the recipient after explantation of the right kidney.&#160; The infra-hepatic caval vein of the graft was anastomosed with the infrahepatic caval vein of the recipient. The arterialization of the donor&#8217;s portal vein was carried out via the recipient&#8217;s right renal artery with the stent technique. The blood-flow regulation of the arterialized portal vein was achieved with the use of a stent with an internal diameter of 0.3 mm. The celiac trunk of the graft was end-to-side anastomosed with the recipient&#8217;s aorta and the bile duct was implanted into the duodenum. A subtotal resection of the native liver was performed to induce acute hepatic failure. 7
In this manner 112 transplantations were performed. The perioperative survival rate was 90% and the 6-week survival rate was 80%. Six weeks after operation, the native liver regenerated, showing an increase in weight from 2.3&#177;0.8 g to 9.8&#177;1 g. At this time, the graft&#8217;s weight decreased from 3.3&#177;0.8 g to 2.3&#177;0.8 g.
We were able to obtain promising long-term results in terms of graft morphology and function. HALT with flow-regulated PVA reliably bridges acute hepatic failure until the native liver regenerates.

Auxiliary liver transplantation provides a temporary support in acute hepatic failure, until regeneration of the failing liver. The heterotopic auxiliary liver transplantation (HALT) with portal vein arterialization (PVA) renders sufficient liver function. We developed an analogous technique in the rat, to examine the influence of the portal vein arterialization on the morphology and function of the graft.

Heterotope Hilfs Ratte Leber-Transplantation mit strömungs geregelt Pfortader Arterialisation in akutes Leberversagen

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Erstellung von Verwachsungen bei Mäusen

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...