Die Autoren möchten die Hilfe von Harvard Apparatus, insbesondere Stephanie Pazniokas, MS (Physiologie Systems &amp; Regenerative Medizin) für ihre Unterstützung bei der Schaltungsanordnung, Änderung und Fehlerbehebung des Perfusionskreislauf und XVIVO Perfusion (Daniel Martinelli, KPCh, CTP) für quittieren Bereitstellung von nicht-klinischen Einsatz Lungenquerschnittslähmung.

HINWEIS: Alle Verfahren wurden nach den Führungslinien der Institutional Animal Care und des National Research Council Handbuch für das Humane Pflege und Verwendung von Labortieren (IACUC) durchgeführt und hat die Zulassung von der Ohio State University IACUC Ausschuss unterzogen. 1. Initial Setup <ol><li> Die EVLP Kreis gesetzt und sind in warmen (37 ° C) Perfusat zirkuliert durch das System vor der Einbeziehung der Ex-gepflanzt Lunge (Abbildung 1). </li><li> Stellen Sie die warmen Wasserbad, um Jacke das Perfusat Behälter, Wärmetauscher und künstliche Brustkorb verwendet wird, auf 37 ° C und zirkulierenden (Abbildung 1). </li><li> Führen einer de-Oxygenierung Lösung (zB 6% O 2, 8% CO 2, 84% N 2) im Gegenstrom durch die Perfusat im Gasfilter, um sicherzustellen das Perfusat besitzt ~ 6% gelöstem Sauerstoff für das Experiment. HINWEIS: Diese de-sauerstoffhaltigen Perfusat ermöglicht die Bewertung of der Lungenfunktion durch Messung des in dem Perfusat, post-Organ eingeführt Sauerstoff. </li><li> Öffnen Sie das Datenerfassungsprogramm und schließen Sie den Lungenarteriendrucks Wandler, Luftröhrendifferenzdruck-Messumformer, Atemfluss Differenzdruck-Messumformer, Lungengewicht Wandler und Pumpendrehgeber auf die EVLP Kreis und dem Konverter-Box Datenerfassung / Analog-zu-Digital ( Abbildung 2). </li><li> Richten Sie die OP-Tisch und Bedienwerkzeuge an der EVLP Kreis (Abbildung 3). </li><li> Richten Sie einen kleinen Behälter mit flüssigem Stickstoff in der Nähe des EVLP Schaltung, wenn die Proben erhalten wird. HINWEIS: Der Autor System wurde geändert, um vor der Orgel und Post-Orgel Perfusat ohne Unterbrechung der Druckströmungsdynamik, die potenziell schaden kann die Lunge zu sammeln. </li></ol> 2. Herstellung von Anästhetika und Heparin, Betäubung der Ratte <ol><li> Setzen Sie auf die folgende persönliche Schutzausrüstung(PSA) vor dem Umgang mit Ratten und Rattengewebe: Mundschutz, OP-Handschuhen, und Einweg-Kleid. </li><li> Wiegen Sie die Ratte und das Gewicht aufgezeichnet. </li><li> Bereiten 1.200 U / kg Heparin. </li><li> Bereiten Sie sowohl 60 mg / kg Ketamin und 5 mg / kg Xylazin in einer Spritze, die Vorbereitung der ersten Ketamin. </li><li> Intraperitoneale Injektion der Mischung von Ketamin und Xylazin in der Ratte und lassen Sie 5 Minuten für die Ratte bewusstlos zu werden. </li><li> Überprüfen Sie die Betäubung durch Überprüfung toe Prise Reflex. Wenn die Ratte hat seine Zehen nicht zurückziehen, wird es nicht Schmerz empfinden. </li><li> Bewegen Ratte auf OP-Tisch, sichern in Rückenlage, und sprühen Sie mit Alkohol zur Sterilisation. </li></ol> 3. Extraktion und Initial Ventilation der Rattenlungen <ol><li> Bereiten 4-20 cm langen Seidenfäden (3-0 oder 4-0 sollten reichen). </li><li> Starten Sie die Aufnahme-Daten mit Hilfe der Datenerfassungsprogramm. </li><li> Überprüfen Sie für eine angemessene Narkosetiefe, mit chirurgische Scheren geben Bauch cavität durch eine Mittellinie Laparotomie und injizieren Heparin in der unteren Hohlvene. </li><li> Tragen Sie die Inzision kranial an der Hammergriff in den Hals, bis die Luftröhre ausgesetzt ist. Sie zerbrechen nicht die Brusthöhle (4A). </li><li> Sezieren hinter der Luftröhre in der Mittellinie, und schieben Sie einen Seidenfaden hinter der Luftröhre (4B). </li><li> Heben Sie den vorderen Abschnitt der Luftröhre und einen Querschnitt zwischen den Knorpelringe, ganz oben auf der Luftröhre. Nicht durch die hintere häutige Teil der Luftröhre an dieser Stelle (4C) geschnitten. </li><li> Kanülieren die Luftröhre mit der Trachealkanüle und sicher mit dem Seidenfaden (4D). Sicherzustellen, daß die Naht Ligatur in der Kerb befestigt Migration der Kanüle zu verringern. </li><li> Schließen Sie die Trachealkanüle mit dem Ventilationskreislauf. </li><li> Schalten Sie das Beatmungsgerät mechanisch starten Belüftung des lungs. HINWEIS: Die Anfangseinstellungen gewählt wurden, um ein Atemvolumen von 4 ml / kg und positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 2 sein cm H 2 O Diese Einstellungen sind die Anfangseinstellungen und je nach den Versuchsbedingungen angepasst, wenn die Orgel ist in der ex vivo Perfusion werden. </li><li> Geben Sie die Brusthöhle durch das Brustbein / Xyphoid und kranial in Richtung der Jugulum. Achten Sie darauf, nicht an der Lunge. HINWEIS: Da die Rattenlunge ist zerbrechlich, kann jeder unbeabsichtigte Manipulation, um Trauma und Lungenödem (5A) zu führen. </li><li> Mit 2 Wundhaken, schieben Sie der Brusthöhle, richtig setzen die Anatomie (5A). Einmal mehr kümmern und nicht an der Lunge. </li><li> Entfernen Sie den Thymus mit leichter Höhe und stumpf. </li><li> Verschieben Sie die Bauch-Inhalte zu einer Seite, entweder die untere Hohlvene (IVC) oder die mesenterica (MV) aus. </li><li> Inzision entweder der IVC oder die MV, um die Ratte exsanguinate und bietet Sterbehilfe. </li><li> Platzieren einer Seidennaht posterior der Pulmonalarterie und der Aorta in Vorbereitung zur Befestigung des Lungenarterienkanüle (5B). </li><li> Machen Sie eine 2-3 mm Schnitt an der Vorderfläche des rechten Ausflusstrakt und legen Sie die Kanüle in den Einschnitt und in die Hauptlungenarterie und mit dem Seidenfaden (5C). </li><li> Durchschneiden den Apex des Herzens, um den Zugang zum linken Ventrikel zu ermöglichen und zu spülen keine Gerinnsel innerhalb des Lungengefäßsystems durch Fließen ~ 15 ml eines niedrigen K + Elektrolytlösung durch die Lungenarterie und durch die Spitze des Herzens in die Brusthöhle ( 5D). </li><li> Schließen Sie die Lungenarterie (PA) Kanüle in die EVLP Kreis. Sicherstellen, dass die Zulaufleitung, die von der Schaltung an die PA Kanüle mit Perfusat, um die Luft in das Herz und die Lungen zu vermeiden. </li><li> Schalten Sie dieHauptschlauchpumpe und stellen Sie sie auf einem niedrigen (~ 2 ml / min) zu beschleunigen, damit Perfusat durch die Lungenarterie und aus der linken Herzkammer in die Brusthöhle führen. ** ** entscheidender Schritt sicher, dass die PA Druck nicht Spike als dies ist ein Zeichen entweder eine Blockade oder schlechte Kanülierung (Abbildung 6). </li><li> Schalten Sie die Schlauchpumpe. </li><li> Positionieren einer Seidennaht hinter dem Herzen, um die Ventrikel (Abbildung 7). </li><li> Beginnt der Prozess der Kanülieren den linken Vorhof, indem Sie einen kleinen Paar chirurgische Pinzette in die Spitze, durch die Mitralklappe und in den linken Vorhof. Hinweis: das wird die Mitralklappe erweitern und erleichtern die Kanülen. Aggressive Dilatation oder zu tief Dilatation kann versehentlich zerfleischen das linke Atrium Rendern der Beschaffung unwirksam. </li><li> Entfernen Sie die Zange aus dem Herzen. </li><li> Setzen Sie den linken Vorhof Kanüle in der Spitze durch die Mitralklappe und in am linkenrium. </li><li> Befestigen Sie den linken Vorhof Kanüle mit dem Seidenfaden hinter dem Herzen (Abbildung 8). HINWEIS: Diese Naht kann &quot;pre-gebunden&quot; sein, Kanülen zu erleichtern. </li><li> Schließen Sie die Lungenarterie Kanüle auf die Ex-vivo-Lungendurchblutung Kreis (9A). Den linken Vorhof Kanüle zur EVLP Schaltung an, solange das Herz-Lungen-Blocks vollständig aus dem Körper entfernt. </li><li> Klemmen Sie die Speiseröhre mit einer Gefäßklemme und unterhalb der Klemme geschnitten (zwischen Klemme und Membran), so dass der Speiseröhre kann die Herz-Lungen-Strukturen kopfwärts zu erhöhen. </li><li> Stumpf sezieren das umliegende Gewebe und schneiden Sie den absteigenden Aorta und Hilfsschiffe, um die Herz-Lungen-Block zu befreien, wie es werden wird über die Speiseröhre (9B) angehoben. </li><li> Durchschneiden die Luftröhre in die Trachealkanüle, um völlig frei die Herz-Lungen-Block kranial. </li><li> Entfernen Sie die Herz-Lungen-Block und setzen in der DesiDesignated Standort auf dem EVLP Kreis (9C). </li><li> Schließen Sie den linken Vorhof Kanüle in die Ablaufleitung und starten Sie die Hauptschlauchpumpe (9D). </li></ol> 4. Ex Vivo Perfusion der Lungen <ol><li> Schnelles Entfernen der Entlüftungsleitung von der Spitze des EVLP Gerät und befestigen Sie das Gehäuse mit den Drucksensoren, und legen Sie die Entlüftungsleitung auf der Oberseite des Gehäuses an der Oberseite des EVLP Gerät. ANMERKUNG: Dies ermöglicht die Belüftungs aufzuzeichnenden Daten und dem Druck überwacht. </li><li> Sicherstellen, dass die Blasenfalle mit einer ausreichenden Menge an Spülflüssigkeit gefüllt ist, so dass keine Luftblasen (dh Luftembolien) an die Lungen eingeführt wird. </li><li> Ventilation und Perfusion Einstellungen zu wünschen experimentellen Ebenen langsam ändern während der ersten 15 Minuten. Zusätzlich wird während dieser anfänglichen Anlaufphase, erhöhen die Perfusionsflussrate zur gewünschten Geschwindigkeit und / oder Druck. HINWEIS: Programming des Beatmungsgerätes an intermittierenden Seufzer Atemzügen, die eine Bewegung der Flüssigkeit aus dem Lungenraum erleichtern zu können und somit das Einsetzen der Ödeme, wird empfohlen. Diese können durch Ventilatoren mit dem Seufzer Funktion ausgestattet hergestellt werden. </li><li> Definieren Sie &quot;Time 0&quot; als die Zeit, als Beatmungsparameter sind in einem Atemvolumen von 4 ml / kg, PEEP bei 2 cm H 2 O und Perfusion Parameter auf die erwartete Niveau und konstant bleibt. </li><li> Bei Bedarf nehmen Perfusat Proben aus der Probenöffnung, Flash Einfrieren in flüssigem Stickstoff, und notieren Sie die Zeit der Proben. </li><li> Wenn das Experiment beendet ist, zu isolieren, die notwendigen anatomischen Stücke für die Sammlung und entweder Flash Einfrieren in flüssigem Stickstoff oder in Fixier-Lösung für weitere Studien. </li></ol>

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Die Sonne Geht Auf

SYSTEMÜBERWACHUNG Welche Dinge aussehen, wenn Experiment läuft gut: Nachdem die Kanüle in der Schaltung gelegt, und die Lungen werden Belüften, gibt es mehrere Möglichkeiten, um sicherzustellen, das System einwandfrei arbeitet. Es darf keine Lecks an Perfusat in der gesamten Linie. Die pulmonalen Gefässwiderstands (PVR) sollte relativ konstant bleiben (unter der Annahme eines konstanten Fluss). Der Sauerstoffaustausch erhöhen sollte, wenn das Beatmungsgerät ordnungsgemäß funktioniert und die Erweiterung der Lungenbläschen, mehr für den Gasaustausch zu rekrutieren. 12A zeigt, gut belüftet und durchströmt die Lungen an die EVLP Schluss innerhalb des künstlichen Brustkorb verbunden. Welche Dinge aussehen, wenn Experiment nicht gut läuft: Es gibt ein paar gemeinsame Themen, die die höchste Rate des Auftretens während der Anfangsphase eines EVLP Experiment hatten. Die erste und einfachste to Mittel ist ein Leck in der Leitung, das aus der Lunge. Dies ist unter einem Teil der Schaltung und das Niveau im Vorratsbehälter kontinuierlich ab durch einen Pool von Perfusat Pooling bemerkbar. Überprüfen und ziehen Sie alle Schlauchanschlüsse auf der Austrittsbereich entfernen und überprüfen Sie den Schlauch selbst für ein Leck. Wenn dieses Leck vor der Lunge auftritt, kann es auch Blasen einzuführen in die Lunge. Dies sollte so schnell wie möglich beseitigt werden, wie Luftblasen in der Spülflüssigkeit wird in Gewebeschäden führen und bewirken eine signifikante Erhöhung der PVR. Es kann auch ein Leck aus der Lunge oder eine der Kanülen ist. Dies kann entweder durch ein Rutschen einer Kanüle oder eines Hindernisses in dem austretenden Leitungs verursacht einen Druckaufbau verursacht werden. Überprüfen Sie die Position für die beiden Kanülen, um sicherzustellen, weder verrutscht oder verdreht werden. Das PA Druck auch während dieses Prozesses zu überwachen, da ein momentaner Anstieg der PA-Druck ist ein deutliches Zeichen, dass ein Hindernis von einer Art ist vor kurzem stattgefunden hat. 12Bzeigt einen gerissenen Lunge, die durch hohe Drücke gebrochen. Ein Leck von der Lunge selbst kann auch durch einen Riss in dem Gewebe verursacht wird. Dieses Problem kann oder auch nicht, aber reparabel Neupositionierung und Nachziehen der Kanülen ist die beste Option in diesem Szenario. Key Learning Punkte / Chancen: Versuch und Irrtum Entwicklung der Ex-vivo Lungendurchblutung System hat uns erlaubt, mehrere wichtige Themen, die wir beschreiben hier, um eine effiziente Umsetzung des Systems zu erleichtern EVLP identifizieren. Erstens, in Bezug auf Beschaffung, ist es wichtig, dass Standard-Anästhesieverfahren eingehalten werden, um die Tiere (genug Betäubung Injektion in die Bauchhöhle) und die Einhaltung aller IACUC Politik erforderlich ist richtig betäuben. Die (in Figur 13 A, B und C gezeigt) Kanülen sollten wiederholt, um jegliche Gerinnsel und / oder Schmutz innerhalb der Lungen vasculat entfernen gespülture. In Bezug auf die Tierauswahl, empfehlen wir die Verwendung von Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht oder Lewis 250-350 g. Besondere Vorsicht ist geboten, wenn Kanülieren Ratten mit einem Gewicht in der Nähe von 250 g, da die Schiffe werden kleiner und daher viel schwieriger sein, ohne Verletzung der Gefäß kanülieren genommen werden. Wenn kleinere Ratten oder Mausmodell verwendet werden soll, müssen kleinere Kanüle verwendet werden soll. Tracheale Kanüleneinführung üblicherweise nicht anspruchs solange die Naht korrekt, indem zuerst eine Seidennaht posterior zur Trachea nach Sezieren der umgebenden Faszie und vor Kanülierung gesichert. Folgen Sie dieser mit einem Anteriorinzision 1-2 Trachealringe über der Naht, die Kanüle übergeben. Binden Sie Quadrat Knoten zwischen den Trachealringe, um sie in eine Nut für eine höhere Sicherheit (4C) zu sichern. Kanülierung der Lungenarterie (PA) ist schwieriger verglichen mit der Trachealkanüle. Die folgenden Schritte wurden in dieser Studie verwendetfür dieses Verfahren. Zunächst erfassen die Herzspitze mit einer Pinzette. Übergeben Sie einen anderen Pinzette in Quer Sinus und Faden eine Naht, die Kanüle in der proximalen PA sichern. Inzision der rechten Herzkammer unmittelbar vor der rechten Ausflusstrakt (RVOT) (14A). Nach der Inzision in die RVOT wird die Kanüle in Richtung der Pulmonalarterie Ausflusstrakt geführt werden. Mit der Naht in Position hinter der Lungenarterie / Aorta, bevor der rechten Ventrikulotomie erhöht die Effizienz (5C). Die Kanüle sollte mit dem Nahtmaterial an Ort und Stelle befestigt werden, um Verrutschen verhindern. Eine wichtige Komplikation kann auftreten, wenn die PA-Kanüle nicht in der korrekten anatomischen Ausrichtung. Die Kanüle kann zu weit eingeführt werden, und nur ein Zweig durchströmen oder zu Fehl positioniert mit Verdrehen der Herz-Lungen-Probe bei der Entnahme aus der Brusthöhle. Dies kann leicht wieder in die Ausgangsposition, um den richtigen Winkel der anatomi bewahren orientierencal Position. Schließlich ist Left Atrial (LA) Kanülierung der schwierigste Teil des Verfahrens. Die LA Kanüle muss innerhalb des linken Vorhofs platziert werden. Mit die Gewebe extrem brüchig, darauf achten, nicht um einen Riss in der Pulmonalvene und linken Vorhof, die dann das Experiment unsalvageable würde verhindern, verwenden bedeutende Kraft oder Verdrehen. Die PA Kanüle besten vor dem LA Kanüle gelegt. Eine linke Ventrikulotomie unter Entfernung des Scheitels ist gezeigt worden, um die cordae tendinae stören und erlauben einen leichteren Zugang durch die Mitralsegel. Auch macht die Ventrikulotomie leichter zu erweitern und zu visualisieren, die Mitralklappe und die Kanüle durch die Mitralklappe zuzuführen. Dilatation des Mitralklappenanulus mit einem Paar kleiner stumpfendig Aufnehmer kann, um den Trakt in den LA (14B) sichtbar gemacht werden. Naht sollten hinter dem Herzen vor Kanülierung platziert werden. Dies kann einfach durch Anheben des Herzens unter Verwendung eines Paares von k durchgeführt werdenl stumpfen Enden Pick-ups und Platzierung der Naht unter und über dem Herzen. Die LA ist nun bereit, eine Kanüle eingeführt werden. Feed the LA Kanüle durch die Pick-ups, um die Platzierung der Kanüle in den linken Vorhof richtig zu visualisieren. Achten Sie besonders darauf, die Kanüle in die linke Herzkammer zu entfernen. Die Naht sollte dann dicht entlang dem Myokard der linken Herzkammer befestigt werden. Befestigen des Nahtmaterials an das linke Atrium kann der gesamte oder ein Teil der Kanüle zu verschließen. Während des Verfahrens ist es wichtig, dass keine Luft in den Zulaufteil der Vorrichtung verbleiben. Jede wesentliche Luft erzeugen eine Luftembolie erhöhen die PVR (effektiv eine &quot;Schleuse&quot;), die in einem viel niedrigeren Perfusat Strom für einen gegebenen Druck führt. Verschiedene Punkte können verwendet werden, um Luft in dem System zu entfernen. Die Luft in dem Abflußbereich erwartet wird, und sollte keine nachteilige Wirkung auf die Lungen nicht. Ein Schweinemodell für die pulmonale Hypertonie istgezeigt, dass die Pathologie von kontinuierlichen kleine Mengen Luft über eine Dauer von 8 Wochen neu. Die erhöhte Luft verringert die Menge des vorhandenen Durchblutung während der Entstehung von Entzündungen des umgebenden Gewebes 19. Die Initiierung der Perfusion auftreten können, sobald die Kanülierung abgeschlossen ist, aber bevor das Rohr aus dem LA kommen an den EVLP Leitung verbunden. Perfusat sollte durchlaufen zu räumen irgendwelche Blutgerinnseln und dies Perfusat kann ohne Probleme in die Brustwand zu leeren. Umschalten des Perfusat Pumpe in den Handbetrieb und die Durchflussmenge zu ~ 2 ml langsam ansteigenden / min ermöglicht eine genaue Überwachung des PA-Druck. Drücken über 20 bis 30 cm H 2 O kann ein Hindernis anzuzeigen, und gerade für Perfusat Verlassen des LA ist auch ein Indikator, aber dies kann sehr schwer zu sehen sein. Wenn der Druck nicht mehr als 20 bis 30 cm H 2 O zu erhöhen, stoppen Sie die Pumpe und überprüfen Sie beide Punktionen. Sobald der Druck konstant etwa 10-20 cm H 2 O erlauben the Perfusat durch und in die Brusthöhle für 2 Minuten ausgeführt. Zu diesem Zeitpunkt wird die Zeile aus dem LA können zur EVLP Schaltung angeschlossen werden. Das Perfusat Pumpendrehzahl kann auf 5-10 ml / min erhöht werden. Da der Fluidkopf durchläuft die Schaltung wird es zu einem Anstieg in der PA-Druck auf Grund der Zunahme der Höhe des Fluidkopfes und damit der statische Druck. Wenn die Flüssigkeit nicht über den höchsten Punkt in der Leitung fließt, kann es notwendig sein, entweder eine Saugkraft anzuwenden auf dem gegenüberliegenden Ende der Leitung oder zu versuchen, den höchsten Abschnitt der Leitung zu verringern. Sobald dieses Problem zu überwinden, sollte das Perfusat ohne Probleme zu zirkulieren. Einige Probleme sollten in Bezug auf den Lüfter zu überwachen. Erstens kann das Verdrehen des Bronchien / Luftröhre und Herz-Lungen-Position auftreten, wie die Lunge geworden ödematösen und das Gewicht erhöht. Es ist wichtig für die Kanülen in einer relativ nahe anatomischen Position verbleibt, also zur Änderung eines oder beide Kanülene kann notwendig sein. Druck oder volumengesteuerte Beatmungsgeräte sowie positive oder negative Belüftung kann mit diesem EVLP System verwendet werden. Für die Ratten-Modell haben wir mit positivem Druck, volumenkontrollierten Beatmung arbeitet gut an Atemvolumen von 4-10 ml / kg und bei positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) zwischen 2-8 cm H 2 O. gefunden Allerdings kann ein PEEP von 8 cm H 2 O einen möglichen Bruch an der Gabelung der Luftröhre führen. Nach jedem Experiment (oder von Experimenten eingestellt werden, wenn Rücken-an-Rücken durchgeführt), die Belüftungsleitung, die zu der Luftröhre sollte jeglicher bronchoalveoläre Lavage (BAL) -Flüssigkeit, die die Luftröhre bis gereist kann gereinigt werden. Diese Flüssigkeit härtet, wenn unberührt und kann die Entlüftungsleitung vollständig zu blockieren. Das Perfusat Zusammensetzung ist entscheidend für eine erfolgreiche EVLP Experiments. Eine 5% Dextran-Gemisch ermöglicht Lungendurchblutung, die nahe an physiologischen Bedingungen ist, unterhält eine stabile onkotischen Druck, um Flüssigkeit b fahrenack in das Gefäßsystem zu Ödemen zu verhindern und verhindert Thrombose innerhalb der Lungengefäße. Es ist wichtig zu beachten, dass einige Arten von Ratten kann allergisch Dextran Lungenödem 20 bewirken könnten. Die Inhalte dem Perfusat war konsistent in allen Versuchsgruppen in dieser Studie daher sollte die Dextrangehalt kein confounder sein. Die onkotischen Druck ist eine kritische Variable, die das Potenzial zu verbessern oder zu produzieren Gewebsödeme hat. Kommerziell erhältliche Perfusionslösungen, die für kalte statische Lagerung oder normothermic Perfusionen optimiert wird, sind in diesem System verwendet wurde, um Lungen Lebensfähigkeit Zeiten erhöhen. Wir stellen fest, dass einige dieser Lösungen enthalten Albumin und eine Sorge ist die Möglichkeit, Rinderalbumin Auslösung einer Entzündungsreaktion bei Nagetieren Lunge. Obwohl optimale Perfusat Zusammensetzung weiterhin Gegenstand der Untersuchung, muss das Perfusat zur Berücksichtigung des onkotischen Drucks, den osmotischen Druck und die Pufferkapazität zu nehmen. WE wird empfohlen, die Lösung auf eine modifizierte Krebs-Henseleit-Lösung oder Zellkulturmedien basieren. Der onkotische Druck sollte von Dextran oder Albumin erhalten werden, abhängig von der Anwendung. Der Perfusionsdruck und Durchflussmenge wirkt sich die Orgel und über physiologischen Perfusionsparameter kann das Organ anfällig für mechanische Trauma zu machen. Visuelle Anzeigen beim Versuch: Es gibt viele optische Hinweise sowie Hinweise von Echtzeitdaten, die verwendet werden können, um zu bestimmen, ob ein EVLP Experiment läuft gut. Die Lunge wird gleich groß bleibt und auf das gleiche Volumen bei jedem Atemzug zu entleeren. Es wird auch keine undichten aus der Lunge selbst. Der PVR, Lungengewicht und Compliance wird relativ konstant bleiben. Sauerstoffproduktion konstant bleiben oder leicht steigen. Es gibt viele optische Anzeigen, wenn die Lunge wird bei einem Experiment beeinträchtigt. Die Lunge wird ödematös einnd wächst schnell in Größe und Gewicht. Die Farbe der Lungenveränderungen (von tan-rosa bis weiß) und Taschen der Flüssigkeit in dem Gewebe zu identifizieren. Wenn die Luftröhre oder Lungen Brüche Barotrauma oder Überdehnung, wird es unter dem Gesichtspunkt der Verletzung (Figur 12B) sprudeln werden. Sauerstoffproduktion ab und die PVR und Compliance wird dramatisch als auch erhöhen. Das Potential der Verwendung eines EVLP Modell an Kleintieren wie Nagern öffnet die Tür für zukünftige Studien zur Verbesserung der Behandlung von Lungentransplantaten. Die Kleintiermodell erfordert jedoch ein besseres Verständnis, wirklich zu imitieren eine Lungentransplantation. Dieses Modell kann in der Zukunft verwendet werden, um medizinische Behandlungen zu verbessern und zu definieren Basisparameter für die künftige Lungentransplantation Studien werden.

Klinische Relevanz Derzeit gibt es einen Mangel an geeigneten Lungen für die Transplantation zur Verfügung mit nur 19% der Lunge in der Lage, auf nationaler Ebene genutzt werden, was zu langwierigen Warteliste Zeit oder Patienten sterben auf eine Transplantation warten 1. Der Mangel kann aufgrund von älteren Spendern, Trauma, Infektion, Multiorganversagen und manchmal verletzt Spenderlungen auf Ernte 2 sein. Darüber hinaus ist die Lunge ein zartes Organ außerhalb der Brusthöhle und Standard-Transport und Konservierungstechniken können zu einer Verschlechterung und nicht lebensfähigen Lungen führen. Daher sind die Beibehaltung und Verbesserung der Lungen Rentabilität ex vivo hat vor kurzem ein wichtiger Schwerpunkt in der Lungentransplantationsmedizin zu werden. Ex-vivo-Lung Perfusion (EVLP) Ex-vivo-Lungendurchblutung (EVLP) hat sich weiterentwickelt, kontinuierlich durchströmen Organe, die zur Transplantation untersucht und ermöglicht eine Veranlagungszeitraum, der alleows für das Potenzial der Lungen-Wiederbelebung oder Instandsetzung. EVLP können insgesamt aus dem Körperorgan ischämischen Zeit zu verlängern und damit die Spenderorgane zur weiteren Distanzen 3 fahren. Typischerweise werden die Lungen in 50% der Gesamtlungenkapazität oder 20 cmH 2 O von Beatmungsdruck mit einem Anteil von eingeatmetem Sauerstoff (FiO 2) von 30% bis 50% 4 belüftet. Konservierungslösung wird bei 40-60 ml / kg (etwa 40% des vorhergesagten Herzleistung von 100 ml / kg) bei Menschen und Großtieren 5,6 perfundiert, aber bei etwa 20% der Herzleistung bei Ratten 7 perfundiert. Die Einbeziehung der STEEN Lösung konnten menschliche Lunge in RT-Umgebungen ohne Entwicklung eines Lungenödems 9 reisen. Diese Pionierarbeit wurde von der University of Toronto Lung Trans Programm 10-13 verfeinert worden und wird für eine verbesserte Beurteilung der Randspenderlungen zur Transplantation 14,15 ausgewertet. Allerdings ist die optimale die Lüftungn und Perfusionsbedingungen auf marginale und / oder Sub-Standard-Lungen für die Transplantation zu regenerieren benötigt, ist nicht bekannt und wird derzeit ein aktives Forschungsgebiet. Isolierte Lungendurchblutung Systeme bei Kleintieren verwendet worden, um dazu führen, Lungenschädigung, erstellen Erkrankungen der Atemwege und Perfusion der Lunge mit verschiedenen Lösungen, um ischämischen Schäden zu vermeiden. Forscher haben eine Kleintiermodell der Lungentransplantation unter Verwendung der isolierten Lunge Perfusionssystem die EVLP Protokolle, bei Menschen und größeren Tieren 16-18 verwendet werden könnte nachahmen erstellt. Jedoch hat dieses Versuchsmodell viele Herausforderungen in Bezug auf die verschiedenen Techniken und Parameter verwendet, um menschliche Physiologie zu imitieren. Insbesondere gibt es viele Feinheiten bei der Aufrechterhaltung der Lebensfähigkeit der Lunge während EVLP. Diese Feinheiten können aufgrund von Unterschieden in der Erntetechnik, Druckbeatmung Einstellungen Perfusat Zusammensetzung und Strömungsverhältnisse und Kanülierung der Lunge auftreten. Therevor, das Ziel ist hier, um die Forschungsgemeinschaft mit einer Reihe von Problemlösungen und Umsetzungstipps, die wir zu einer robusten Verfahren zur Implementierung EVLP in einem Nagetiermodell gefunden werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="980">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:221px;">Company</td>
			<td style="width:225px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:196px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">IPL-2 Basic Lung Perfusion System</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tweezer #5 stainless steel, curved 11cm</td>
			<td style="width:221px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:225px;">IND500232</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tweezer #5 Dumostar, 11cm</td>
			<td style="width:221px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:225px;">INS500085-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tweezer #7 Titanium, 12cm tips curved</td>
			<td style="width:221px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:225px;">INS600187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">McPherson-Vannas Scissors 8cm, Str 5mm</td>
			<td style="width:221px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:225px;">INS14124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Vannas Scissors 8cm Str 5mm</td>
			<td style="width:221px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:225px;">INS14003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Instrument Sterilization Tray 5&#34; x 7&#34;</td>
			<td style="width:221px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:225px;">INS800101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Heparin 30,000 units per 30mL</td>
			<td style="width:221px;">APP Pharmaceuticals</td>
			<td style="width:225px;">Supplied from OSU Pharmacy</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Ketamine 500mg per 5mL</td>
			<td style="width:221px;">JHP Pharmaceuticals</td>
			<td style="width:225px;">Supplied from OSU Pharmacy</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Xylazine 100mg per 1mL</td>
			<td style="width:221px;">Akorn</td>
			<td style="width:225px;">Supplied from OSU Pharmacy</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">10cc insulin syringe 29 Ga x 1/2&#34; needle</td>
			<td style="width:221px;">B-D</td>
			<td style="width:225px;">309301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Hyflex NBR</td>
			<td style="width:221px;">Ansell</td>
			<td>S-17310M</td>
			<td>Bite proof gloves</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">BL1500</td>
			<td style="width:221px;">Sartarius</td>
			<td style="width:225px;">Practum 1102-1S</td>
			<td>Scale</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Large Flat Bottom Restrainer</td>
			<td style="width:221px;">Braintree Scientific Inc</td>
			<td>FB L 3.375 dia x 8.5, 250-500gm rat&#160;</td>
			<td>Rat tunnel for injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Sterling Nitrile Powder-free Exam Gloves, Large</td>
			<td style="width:221px;">Kiberly-Clark</td>
			<td style="width:225px;">50708</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Rapidpoint 405</td>
			<td style="width:221px;">Siemens</td>
			<td style="width:225px;"></td>
			<td>blood gas analyzer</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Fiberoxygenator D150</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs Elektronik</td>
			<td style="width:225px;">PY2 73-3762</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">LabChart v7.3.7</td>
			<td style="width:221px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:225px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tracheal cannula</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">733557</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Pulmonary Artery cannula</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">730710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Left Atrium cannula</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">730712</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Peristaltic Pump&#160;</td>
			<td style="width:221px;">Ismatec</td>
			<td style="width:225px;">ISM 827B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Small Animal Ventilator model 683</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">55-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Ecoline Star Edition 003, E100</td>
			<td style="width:221px;">Lauda</td>
			<td style="width:225px;">LCK 1879</td>
			<td>Water Heater</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tubing Cassette</td>
			<td style="width:221px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:225px;">IS 0649</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Connect kit D150</td>
			<td style="width:221px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:225px;">VK 73-3763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">PowerLab 8/35</td>
			<td style="width:221px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:225px;">730045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">TAM-A transducer amplifier module type 705/1</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">73-0065</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">TAM-D transducer amplifier type 705/2</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">73-1793</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">SCP Servo controller for perfusion type 704</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">732806</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">CFBA carrier frequency bridge amplifier type 672</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">731747</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">VCM ventilator control module type 681</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">731741</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">TCM time control module type 686</td>
			<td style="width:221px;">Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">731750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">IL2 Tube set for perfusate</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">733842</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tube set for moist chamber</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">73V83157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tygon E-3603 Tubing 2.4mm ID</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">721017</td>
			<td>perfusate line entering lung</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">Tygon E-3603 Tubing 3.2mm ID</td>
			<td style="width:221px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:225px;">721019</td>
			<td>perfusate line leaving lung</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:339px;">low potassium dextran glucose solution</td>
			<td style="width:221px;"></td>
			<td style="width:225px;"></td>
			<td>flushing the lung</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat evlp program

Die Anzahl der zulässigen Spenderlungen für Lungentransplantation verfügbar ist stark eingeschränkt aufgrund der schlechten Qualität. Ex-vivo-Lung Perfusion (EVLP) konnten Lungentransplantation beim Menschen leichter, indem du die Fähigkeit, Organe zu bewerten und zu erweitern den Spenderkreis zur Verfügung stehen. Da diese Technologie erweitert und verbessert, die Fähigkeit, potentiell Bewertung und Verbesserung der Qualität von minderwertigen Lungen vor der Transplantation eine kritische Notwendigkeit. Um strenger zu bewerten diese Ansätze, muss eine reproduzierbare Tiermodell festgelegt werden, die für die Prüfung von verbesserten Techniken und Verwaltung der gespendeten Lunge sowie auf die Lungentransplantatempfänger ermöglichen würde. Zusätzlich ist ein EVLP Tiermodell zugeordnet Pathologien, beispielsweise Lüftungs induzierten Lungenverletzung (VILI), würde ein neues Verfahren zur Behandlung dieser Krankheiten bewerten zu können. Hier beschreiben wir die Entwicklung einer Ratte EVLP Lungen Programm und Verfeinerungen dieser michthode, die für ein reproduzierbares Modell für zukünftige Erweiterungen zu ermöglichen. Wir beschreiben auch die Anwendung dieser EVLP System VILI in Rattenlungen modellieren. Ziel ist es, die Forschungsgemeinschaft mit den wichtigsten Informationen und &quot;Weisheiten&quot; / Techniken, die von Versuch und Irrtum entstanden und sind entscheidend für die Gründung einer EVLP System, das robust und reproduzierbar ist.

Die durch das Datenerfassungsprogramm gesammelten Echtzeit mechanischen Daten können leicht analysiert werden, um eine beliebige Anzahl von Hypothesen zu testen. Zum Beispiel zeigt Abb 10A zeigt die durchschnittliche Lungengewicht über 60 min von 10 Ratten-Experimenten, bei denen Tiere mit niedrigem Atemvolumen / low PEEP von 4 ml / kg und 2 cmH 2 O. belüfteten Zwar gibt es eine sehr geringe Zunahme der Lungengewicht während des Experiments ist dieser Anstieg nicht signifikant (ANOVA, p = 0,92). 10B zeigt die mittlere pulmonale arterielle Druck (PAP) über 60 min von 12 Rattenexperimenten. Die untere PAP in der 0 Minuten-Zeitpunkt ist ein Ergebnis der niedrigeren Strömungs und Beatmungseinstellungen zu Beginn allen Experimenten und dem PAP verwendet wird, bleibt nach diesem Zeitpunkt keine statistisch signifikanten Veränderungen konstant nach t = 10 min (ANOVA an Reihen, p = 0,89). 10C zeigt den pulmonalen Gefässwiderstands (PVR) über 60 min von 12 RattenExperimente und obwohl es eine geringe Abnahme der PVR nach t = 20 min, gab es keinen statistisch signifikanten Unterschied in der PVR während dieses Experiments (ANOVA für die Ränge, p = 0,65). Im Vergleich zu den hier gezeigten PVR Daten, Noda et al. hat den PVR zu Zeit leicht 4 Stunden erhöhen gezeigt. Jedoch jene Autoren berichten Daten PVR beginnend bei 1 h anstelle der zu Beginn des Experiments und keine Standardabweichungswerte bereitgestellt 7. Noda et al. auch nicht Lungenödem Daten für die 4 h Experimente so kann kein Vergleich mit den hier in 10A dargestellten Daten werden zeigen. Wesentliche Unterschiede in Noda et al. Verfahren im Vergleich zu dem, was in dieser Arbeit gezeigt: a 1 Stunde Kaltkonservierung in LPS-Lösung vor EVLP wurden Ratten zunächst mit einem Gasgemisch mit Isofluran sie bewusstlos zu machen belüftet wurde das Perfusat Lösung mit 50 mg und 50 mg Methylprednisolon ergänzt von Cephalosporin, insgesamt flow wurde definiert als 20% der berechneten Herzleistung, Perfusat wurden Proben entnommen, nachdem der Lunge war auf 100% O 2 5 Minuten vor belüftet wurde, und das Experiment wurde 4 Stunden ausgeführt. Proben, die während des Versuchs aus dem Perfusat genommen auch für viele Zwecke analysiert werden. Als ein Beispiel in Abbildung 11 zeigen wir, wie hohen Atemzugvolumina / high PEEP Belüftung kann eine pro-entzündliche Reaktion in 60 min zu induzieren. Für diese Experimente das Perfusat aus 4 Ratten unter schädlichen Bedingungen, dh hohe Atemvolumen von 10 ml / kg und hoher PEEP von 8 cm H 2 O belüftet, wurden pro- und anti-inflammatorischen Zytokinen IL1β, TNF und IL-4 unter Verwendung von Standard analysiert ELISA-Techniken. Wie in 11 gezeigt, im Vergleich zu Cytokin-Spiegeln vor Belüftung (0 min), 60 min schädigendes Belüftung zu einer statistisch signifikanten Erhöhung der IL-1β und TNF (proinflammatorische Zytokine) a<html> nd keine Änderung in IL-4 (ein anti-inflammatorisches Cytokin) Konzentration. Daher ist dieses System in der Lage EVLP Lungenverletzung Profile üblicherweise während der mechanischen Beatmung beobachtet erzeugen. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig1highres.jpg" /> Abbildung 1: Diagramm und Fotografie der kleinen Tier ex vivo Lungendurchblutung (EVLP) Schaltung. Briefe in der Abbildung übereinstimmen mit Buchstaben auf dem Foto. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. Alle Wandler sind sicher an den Schaltkästen verbunden.&quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Die Ratte Operationstisch fest bis neben dem ex vivo Lungendurchblutung (EVLP) Kreis eingestellt. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="4" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig4highres.jpg" /> Abbildung 4 (A) wird ein Einschnitt kranial, um die Luftröhre aus. Die Brusthöhle wird nicht belichtet. (B) Ein Seidenfaden ist hinter der Luftröhre. (C) Die Luftröhre ist teilweise geschnitten, um zur Kanülierung vorzubereiten. (D) Die Luftröhre Kanüle in positio platziert<html> n und mit einem Seidenfaden befestigt sind. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig5highres.jpg" /> Figur 5 (A) Die Brusthöhle zurückgezogen wird, um Zugang zum Herzen und der Lunge ermöglichen. (B) Herstellung Platzieren Naht hinter der Lungenarterie. (C) Das Lungenarterie wird eine Kanüle eingeführt und mit dem zuvor platzierten Seidenfaden gebunden. (D) Eine niedrige K + Elektrolytlösung durch die Lungenarterie und aus dem linken Vorhof gespült, um irgendwelche Blutgerinnsel zu entfernen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig5large.jpg" target="_blank">Klicken Sie bitte hier ein, um zu vergrößern Version dieser Figur.</a> mmer &quot;&gt; <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig6highres.jpg" /> Abbildung 6. Erhöhung der pulmonalen arteriellen Strömung beim Spülen der Lunge kann die pulmonale arterielle Druck drastisch zu erhöhen verursachen. Wenn Kanülierung korrekt durchgeführt wurde und es gibt keine großen Blockade, sollte der Druck zu verringern. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen .</a> <img alt="7" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig7highres.jpg" /> Abbildung 7 Silk Faden wird um die gesamte Herz in der Vorbereitung für den linken Vorhof Kanülen gelegt. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> n-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="8" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig8highres.jpg" /> Abbildung 8. Die linke Vorhof Kanüle an Ort und Stelle mit einem Seidenfaden befestigt sind. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="9" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig9highres.jpg" /> Abbildung 9. (A) Die Lungenarterie Kanüle auf die Ex-vivo-Lungendurchblutung Schaltung verbunden. (B) Die Speiseröhre eingeklemmt und das Bindegewebe stumpf präpariert, um die Herz-Lungen-Blocks zu entfernen. (C) Das Herz-Lungen-Block wird aus der Brusthöhle entfernt und in den ex-vivo Lungendurchblutung Stromkreis angeschlossen. (D) Der linke Vorhof ist mit der Ex-vivo Lungendurchblutung Schaltung verbunden.<html> href = &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig9large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen. <img alt="10" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig10highres.jpg" /> Figur 10 (A) Lungengewicht von männlichen Sprague Dawley-Ratten durch 60 min von ex vivo Lungenperfusion (n = 10). (B) Die pulmonale arterielle Druck von männlichen Sprague Dawley-Ratten durch 60 min von ex vivo Lungenperfusion (n = 12). (C) des pulmonalen Gefässwiderstands von männlichen Sprague Dawley Ratten über 60 min von ex vivo Lungendurchblutung (n = 12), NS gibt keinen statistisch signifikanten Unterschied. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig10large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="&lt;/ Html"><html> &quot;11&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52.309 / 52309fig11highres.jpg&quot; /&gt; Abbildung 11. Wirkung von 1 Stunde Belüftung bei hohen Atemzugvolumina (10 ml / kg) und eine hohe PEEP (8 cmH 2 O) auf pro- und anti-inflammatorischen Cytokin-Konzentrationen im Perfusat. N = 4, * zeigt statistisch signifikanter Unterschied in Bezug auf 0 h Probe (p &lt;0,05). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig11large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="12" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig12highres.jpg" /> Figur 12 (A) Eine korrekt Lüftungs- und Perfundieren Lunge zur EVLP Schaltung verbunden. (B) Hohe positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) verursacht einen Riss an der Luftröhre Bifurkation verursacht Blasen an der Verletzung bilden und füllen Sie den künstlichen Brustkorb.<html> es / ftp_upload / 52.309 / 52309fig12large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen. <img alt="13" src="/files/ftp_upload/52309/52309fig13highres.jpg" /> Abbildung 13 (A) Lungenarterienkanüle. Diese Kanüle kleiner ist als der linke Vorhof Kanüle. (B) Linker Vorhof Kanüle. Diese Kanüle ist viel größer als der Pulmonalarterie Kanüle. (C) Trachealkanüle. Diese Kanüle Rippen aufweist, um das Sichern der Luftröhre mit Seidennahtmaterial zu unterstützen. Das Ende, das in die Luftröhre eingeführt wird, ebenfalls leicht zugespitzt, um beim Einführen der Kanüle in die Luftröhre zu unterstützen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig13large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> 09fig14highres.jpg &quot;/&gt; Abbildung 14 (A) Die Herzspitze wird von einer Pinzette als die rechte Herzkammer ist dabei, um die Lungenarterie kanülieren eingeschnitten werden gehalten. (B) Dilatation des Mitralklappenanulus mit einem Paar von kleinen stumpfen Enden Pick-ups macht es einfacher, die Darm-Trakt in den linken Vorhof sichtbar zu machen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52309/52309fig14large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a>

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Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-vivo-Lung Perfusion (EVLP) konnten Lungentransplantation beim Menschen leichter, indem du die Fähigkeit, Organe zu bewerten und zu erweitern den Spenderkreis zur Verfügung stehen. Hier beschreiben wir die Entwicklung einer Ratte EVLP Programm und Verfeinerungen, die für ein reproduzierbares Modell für zukünftige Erweiterungen zu ermöglichen.

Methode Isolated<em&gt; Ex vivo</em&gt; Lung Perfusion in einem Rattenmodell: Lehren aus Entwicklung einer Ratte EVLP Programm gelernt

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

method-isolated-ex-vivo-lung-perfusion-rat-model-lessons-learned-from

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

27.1K Aufrufe.  Ohio State University Wexner Medical Center.  Ex-vivo-Lung Perfusion (EVLP) konnten Lungentransplantation beim Menschen leichter, indem du die Fähigkeit, Organe zu bewerten und zu erweitern den Spenderkreis zur Verfügung stehen. Hier beschreiben wir die Entwicklung einer Ratte EVLP Programm und Verfeinerungen, die für ein reproduzierbares Modell für zukünftige Erweiterungen zu ermöglichen. 

Serie: Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

Angiogenese im ischämischen Rat Lung

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

Forschung

Medizin

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the brain for visual perception. Damage to RGCs and their axons leads to vision loss and/or blindness. Although the specific cause of glaucoma is unknown, the primary risk factor for the disease is an elevated intraocular pressure. Glaucoma-inducing procedures in animal models are a valuable tool to researchers studying the mechanism of RGC death. Such information can lead to the development of effective neuroprotective treatments that could aid in the prevention of vision loss. The protocol in this paper describes a method of inducing glaucoma - like conditions in an in vivo rat model where 50 &#181;l of 2 M hypertonic saline is injected into the episcleral venous plexus. Blanching of the vessels indicates successful injection. This procedure causes loss of RGCs to simulate glaucoma. One month following injection, animals are sacrificed and eyes are removed. Next, the cornea, lens, and vitreous are removed to make an eyecup. The retina is then peeled from the back of the eye and pinned onto sylgard dishes using cactus needles. At this point, neurons in the retina can be stained for analysis. Results from this lab show that approximately 25% of RGCs are lost within one month of the procedure when compared to internal controls. This procedure allows for quantitative analysis of retinal ganglion cell death in an in vivo rat glaucoma model.

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is characterized by damage to retinal ganglion cells. Inducing glaucoma in animal models can provide insight into the study of this disease. Here, we outline a procedure that induces loss of RGCs in an in vivo rat model and demonstrates the preparation of whole-mount retinas for analysis.

Glaucoma auslösende Verfahren in ein<em&gt; In Vivo</em&gt; Rat Modell und Whole-mount Retina Vorbereitung

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Methode der direkten segmentale Intra-Leber-Lieferung Mit einer Rattenleber Hilar Clamp Modell

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Acupuncture in a Rat Model of Asthma

A high platform can fix rats without restriction and completely expose the acupoints on the back during acupuncture manipulation. This article describes methods for the fabrication of the high platform, establishes a rat model of asthma and measures changes in respiratory function using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system.

Akupunktur in einem Rattenmodell von Asthma

A high platform can fix rats without restriction and completely expose the acupoints on the back during acupuncture manipulation. This article describes ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Ein Ratten-Lungentransplantationsmodell für warme Ischämie/Reperfusionsschäden: Optimierungen zur Verbesserung der Ergebnisse

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

Isoliertes Lungenperfusionssystem im Kaninchenmodell

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ quality exacerbated by excessive geographic transportation distance and stringent donor organ acceptance criteria pose limitations to current LTx efforts. Ex situ lung perfusion (ESLP) is an innovative technology that has shown promise in attenuating these limitations. The physiologic ventilation and perfusion of the lungs outside of the inflammatory milieu of the donor body affords ESLP several advantages over traditional cold static preservation (CSP). There is evidence that negative pressure ventilation (NPV) ESLP is superior to positive pressure ventilation (PPV) ESLP, with PPV inducing more significant ventilator-induced lung injury, pro-inflammatory cytokine production, pulmonary edema, and bullae formation. The NPV advantage is perhaps due to the homogenous distribution of intrathoracic pressure across the entire lung surface. The clinical safety and feasibility of a custom NPV-ESLP device have been demonstrated in a recent clinical trial involving extender criteria donor (ECD) human lungs. Herein, the use of this custom device is described in a juvenile porcine model of normothermic NPV-ESLP over a 12 h duration, paying particular attention to management techniques. Pre-surgical preparation, including ESLP software initialization, priming, and de-airing of the ESLP circuit, and the addition of anti-thrombotic, anti-microbial, and anti-inflammatory agents, is specified. The intraoperative techniques of central line insertion, lung biopsy, exsanguination, blood collection, cardiectomy, and pneumonectomy are described. Furthermore, particular focus is paid to anesthetic considerations, with anesthesia induction, maintenance, and dynamic modifications outlined. The protocol also specifies the custom device's initialization, maintenance, and termination of perfusion and ventilation. Dynamic organ management techniques, including alterations in ventilation and metabolic parameters to optimize organ function, are thoroughly described. Finally, the physiological and metabolic assessment of lung function is characterized and depicted in the representative results.

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

This paper describes a porcine model of negative pressure ventilation ex situ lung perfusion, including procurement, attachment, and management on the custom-made platform. Focus is made on anesthetic and surgical techniques, as well as troubleshooting.

Normotherme Unterdruckbeatmung ex situ Lungenperfusion: Beurteilung der Lungenfunktion und des Lungenstoffwechsels

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ ...

Retinal Pathophysiological Evaluation in a Rat Model

A posterior segment eye disease like diabetic retinopathy alters the physiology of the retina. Diabetic retinopathy is characterized by a retinal detachment, breakdown of the blood-retinal barrier (BRB), and retinal angiogenesis. An in vivo rat model is a valuable experimental tool to examine the changes in the structure and function of the retina. We propose three different experimental techniques in the rat model to identify morphological changes of retinal cells, retinal vasculature, and compromised BRB. Retinal histology is used to study the morphology of various retinal cells. Also, quantitative measurement is performed by retinal cell count and thickness measurement of different retinal layers. A BRB breakdown assay is used to determine the leakage of extraocular proteins from the plasma to vitreous tissue due to the breakdown of BRB. Fluorescence angiography is used to study angiogenesis and leakage of blood vessels by visualizing retinal vasculature using FITC-dextran dye.

Diabetic retinopathy is one of the leading causes of blindness. Histology, blood-retinal barrier breakdown assay, and fluorescence angiography are valuable techniques to understand the pathophysiology of the retina, which could further enhance the efficient drug screening against diabetic retinopathy.