Ein Merit Grant von der Department of Veteran Affairs und eine T32-HL098062 Zuschuss von der NHLBI von den National Institutes of Health unterstützt diese Arbeit. Wir wollen danken für die Beratung von Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. und die Beratung und Unterstützung der Veterinärmedizinischen Einheit der VA San Diego Healthcare System.

1. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Erhalten Mäuse, die älter als 8 Wochen und mehr als 20 g (kleiner Mäuse können von einem Fachmann intubiert werden) sind. </li><li> Anästhesie <ol><li> Injizieren Mäuse mit 20 mg / kg, jeweils, von Ketamin und Xylazin intraperitoneal als präanästhetische. (Diese Dosis reicht nicht aus, um die Maus komplett zu betäuben, aber erleichtert die sichere Übertragung, nach der Intubation, mechanische Belüftung.) Jedoch die Einstellung der Dosierungen können nach der Narkose Antwort in Absprache mit dem Tierarzt institutionellen erforderlich.) </li><li> Induzieren Narkose bei Mäusen mit 3,5% Isofluran / Sauerstoff in einer Induktionskammer für 90-120 Sekunden. </li><li> Beachten Sie die Atemfrequenz sorgfältig. Es sollte nach und nach auf nicht weniger als 45 bpm verlangsamen. </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung zur Intubation <ol><li> Entfernen Sie die Maus aus der Induktionskammer und Scruff fest. </li><li> Verwenden Sie gepolsterte feinen Pinzette nach Gently erweitern die Zunge aus dem Mund. </li><li> Pflegen Verlängerung der Zunge, indem die Zunge zwischen zwei Finger und Anwendung sanfter Gewalt. </li><li> Ziehen Sie die Maus auf dem Spekulum aus dem Otoskop mit einer vertikalen Bewegung. </li><li> Schauen Sie durch das Okular des Otoskop während Scruffing fest und ziehen Sie die Maus nach oben sanft mit der Zunge und das Genick. </li><li> Schauen Sie genau für die Stimmbänder. Sie sollten zu diesem Zeitpunkt leicht sichtbar sein. Die laryngis aditus (die Struktur der Kehlkopföffnung) sollte relativ weißen aussehen. Es sollte Bewegung der Schnüre mit jedem Atemzug sein. Wenn die Kabel nicht bewegen oder schlecht sichtbar, drehen Sie das Tier leicht und sanft den Hals überstrecken. </li><li> Mit der dominanten Hand, halten Sie die 20 G, 1 in Katheter, mit einem 1 cm Länge der PE10 Schlauch, der sich durch die Spitze des Katheters, wie ein Bleistift und legen Sie sie in die Seite des Speculum. Der PE-Schlauch dient als Sonde oder Bougie. </li><li> Richten Sie die PE10 tubing (Stilett) durch die Stimmbänder und vorab die 20 G-Katheter (Tubus) über den PE-Schlauch, bis der Hub ist auf der Ebene der unteren Schneidezähne. Entfernen Sie dieses Stilett schnell. </li><li> Nehmen Sie vorsichtig das Tier aus der Speculum und überprüfen Sie die Schlauchstelle, indem das Tier auf einem mechanischen Beatmungsgerät mit kontinuierlicher 2% Isofluran Vollnarkose während des Experiments zu erhalten. Visualisieren ausgeatmeten Luft (Blasen) gehen durch eine Falle, um PEEP Intubation bestätigen. Obwohl Ösophagusintubation kann in wenigen Blasen führen, wird es nicht so ausgeprägt oder als mit endotrachealer Intubation. Beachten Sie außerdem, eine Atemwegsdruck Verfolgung für negative Ausschläge (Abbildung 1). Diese bestätigen die richtige Platzierung der Röhre. Alternativ legen Sie eine kleine Menge Wasser in IV-Schlauch, und verbinden Sie es mit der ET-Tubus. Überprüfen der Bewegung zu und von der Maus mit 2 Atmung. Im Fall von Ösophagus Intubation pruck Verfolgung deutlich höhere Drücke und keine negativen Ausschläge zeigen. Obwohl endexspiratorischen CO 2 wäre hilfreich, technisch wäre dies sehr schwierig, da die kleinen Tidalvolumina (~ 200 ul) und die Ausrüstung zu tun, wäre dies sehr teuer werden. Die beschriebene einfache Verfahren sind völlig ausreichend und viel weniger teuer. Wenn Isofluran-Narkose nicht verfügbar ist, können alle Verfahren unter Verwendung von Ketamin 80-120 mg / kg Xylazin in Verbindung mit 10-20 mg / kg für die allgemeine Anästhesie durchgeführt werden. </li></ol> 3. Alternative Technik: Direkte Laryngoskopie mit dem Otoskop-Technik wird leicht für andere Zwecke verwendet, vor allem für Direkt Instillation von Studien Stoffe in die Lunge. <ol><li> Induzieren Anästhesie in der Tiere mit Isofluran allein für dieses Verfahren bei 3,5% für 90 bis 120 sec in der Induktionskammer. </li><li> Scruff das Tier dicht an der Basis des Schädels und verlängern die Zunge sanftmit feinen Pinzette. </li><li> Halten Sie die Zunge sanft, ziehen Sie das Tier gerade auf dem Speculum (unveränderte), bis das Tier kann nicht weiter gezogen werden. </li><li> Die Stimmbänder können häufig durch diese Technik allein visualisiert werden, aber drehen Sie die Tier-und überstreckt den Hals, um sie in Großansicht zu bringen. </li><li> Voraus ein Gel-loading Pipette, die die Instillat auf die Stimmritze und die Flüssigkeit einzuflößen. Da der Spiegel macht eine Dichtung mit dem Hypopharynx die Maus Restflüssigkeit, die nicht durch die Schnüre nicht gehen abzusaugen. Dies ist leicht durch die rhonchorous prüft klingt die Maus macht jetzt beim Atmen, bis die Flüssigkeit vollständig in der Lunge verteilt. </li><li> Alternativ verbinden PE10 Schlauch auf eine 0,5 ml Spritze mit 50 ul von Flüssigkeit mit einer Luft Bolus hinter der Flüssigkeit. Schieben Sie den PE-Schlauch vorsichtig durch die Stimmbänder 0,5 cm und entladen den Inhalt langsam in die Atemwege. , Gelegentlich Trauma der unteren Atemwege auftritt u jedochsingen, diese Technik ohne eine bessere Lieferung der Probe. </li></ol>

<ol>
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Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

In diesem Bericht beschreiben wir eine einfache, zuverlässige Technik, um Mäuse, die nichttrauma ist und wiederholt in der gleichen Tier verwendet werden intubieren. Diese Technik kann mit einfachen Labor-und medizinische Geräte, die für eine bescheidene Summe gekauft werden können, durchgeführt werden. Die Technik der direkten Laryngoskopie, die ursprünglich von Hastings und Kollegen 4 angegeben, können auch für eine Vielzahl von Zwecken verwendet werden, vor allem aber, um genau zu liefern Testsubstanzen auf den unteren Atemwege. Wir haben diese Technik besser als die von anderen Forschern bis heute berichtet aufgrund seiner Leichtigkeit, Geschwindigkeit, Einfachheit, Zuverlässigkeit, geringe Kosten, und das Potenzial für wiederholte Messungen gefunden. Techniken, um Mäuse zu intubieren sind nicht neu. Einer der frühesten Berichte verwendet Durchleuchtung der Trachea durch orale Intubation mit einer 24 G-Katheter 5. Allerdings hat diese Studie und andere 6,7 nicht genügend Informationen, um die tec replizierenhnique in unserem Labor. Kürzlich andere Forscher haben dieses Durchleuchtungstechnik mit mehr Erfolg 8,9 verwendet. Die erste detaillierte Studie von Brown und Kollegen berichteten über eine Studie, in der Maus, auf einem 45 ° Rückwand aufgehängt hatten ihre Luftröhre durchleuchtet und ihre Luftröhre oral mit PE90 Schlauch unter direkter Sicht mit einem hergestellt Laryngoskopblatt 10 intubiert. Diese Technik hat sich als schwierig zu replizieren und daher nicht ausführlich genutzt erwiesen. Zusätzliche Berichte beschreiben die Verwendung von starren Lichtrohre oder Faseroptiken, um die Zuverlässigkeit der Verfahren zu verbessern. Vergari und Kollegen 11,12 verwendet ein starres Arthroskop 1,7 mm Außendurchmesser, um die Stimmbänder visualisieren und legte dann einen Führungsdraht durch die Stimmritze. Die Autoren berichten, 100% Erfolg mit dieser Technik, die sie mit spezialisierten und teuren Geräten durchgeführt. Die Kosten für diese chirurgische Geräte scheint unerschwinglich für einen breiten Einsatz in Mäusen. Weitere Techniken sind mit einem Operationsmikroskop und 2f Führungsdraht 13 entwickelt worden. Diese Technik ist ähnlich zu verlieren, aber die Verwendung eines Operationsmikroskops und somit bevorzugen wir die Verwendung von einem Otoskop, die wesentlich weniger kostspielig ist. Fiberoptische Intubation Techniken wurden auch mit einem relativ preiswerten Batterie betrieben faseroptische Quelle 14 ausgewiesen. Wir haben versucht, dieses LWL-Technik zu verwenden, aber das Licht weniger als sinnvoll, weil es keine entsprechenden LWL-Visualisierung Kanal gefunden. MacDonald und Kollegen verwendeten ein mächtiger Halogen-Lichtquelle und berichtete Erfolg in einer kleinen Probe. Sie waren in der Lage, immer wieder messen Atemwegswiderstand 15 auch. Wiederholte Messungen der Atemwiderstand zu verschiedenen Zeitpunkten wurde von anderen 16 gemeldet. Zhao et al. Verwendet einen Rück Technik durch Punktion der Trachea und zum Zuführen eines Führungsdrahtes durch den hypo-und Mund-Rachenraum 17. In jüngerer Singer, et al. Haben selektive Intubation des linken Hauptbronchus bei der Maus unter Verwendung eines Operationsmikroskops und Fluoroskopie, um den Ort des Katheters 18 zu dokumentieren. Sie dann verwendet diese Methode, um Testsubstanzen selektiv in die Lunge zu vermitteln. Dies jedoch einmal nicht eine Methode, die ohne großen Aufwand und sehr technische Ausbildung verwendet werden könnte. Darüber hinaus wäre auch eine Durchleuchtung Strahlungsgefahr der Studie hinzuzufügen. Zusammenfassend ist die direkte Laryngoskopie von Mäusen mit einer pädiatrischen Otoskop eine wertvolle Technik für die Intubation, wiederholte Intubation und Testsubstanz Lieferung ohne Intubation. Wir finden, diese Technik überlegen Tracheotomie und zuvor berichtet Methoden der nicht-invasiven Durchführung Intubation bei Mäusen.

Die Labormaus hat nahezu alle Arten als Hauptsäugetiermodell der Biologie und Pathobiologie verdrängt. Die Labormaus ist die kleinste Säugetier-Spezies, die klar und ausführlich dargestellt worden ist, um der Wert als ein Modell der menschlichen Krankheit und wurde in Fortschritte der unser Verständnis der menschlichen Biologie und Krankheiten von unschätzbarem Wert erwiesen. Die kurze Tragzeit und wesentlich geringeren Kosten hat die Entwicklung und Untersuchung von null und transgenen Mäusen als alltäglich Werkzeug in der biomedizinischen Forschung erlaubt. Allerdings hat die Größe der durchschnittlichen Labormaus (20-25 g) in ihrer Studie physiologisch oder chirurgisch basierte Studien begrenzt und folglich untersuchen einige Forscher größeren Säugetieren. Ein Hindernis für die Verwendung von Mäusen in diesen Studien ist die Schwierigkeit, mit Intubation Techniken, die physiologischen Messungen oder umfangreiche chirurgische Eingriffe unter Narkose tief erlauben würde angetroffen. Tracheotomie 1 wurde als Standard verwendet technique statt Intubation wegen der leichteren Durchführung dieser Technik und bescheidenen Fähigkeiten erforderlich. Allerdings ist nicht förderlich für die Tracheotomie chronischen oder Wiederherstellung Chirurgie Studien; somit ist es begrenzt auf akute Experimenten. Tracheotomie, kann auch eine verwirrende Variable in der Forschung, in der Entzündung oder empfindliche physiologische Reflexe sind wichtig. Unser Labor hat die meisten der von anderen Forschern beschriebenen Techniken ausprobiert und fand sie nicht ausreichend für eine Vielzahl von Gründen. Tracheotomie ist zu traumatisch und induziert Blutungen und Entzündungen der Atemwege. Viel problematischer ist, dass es praktisch nicht wiederholt werden können. Viele relativ nicht-invasive Techniken, die eine bescheidene Investition in Ausrüstung erfordern, sind nicht zuverlässig genug. Andere Techniken erfordern teure Geräte, die schwierig, ohne zu wissen, ob das Gerät wird in einer bestimmten Anwendung arbeiten zu rechtfertigen ist. So haben wir versucht, eine nicht-traumatische Technik, die nicht mehr benötigt t entwickelnhan eine bescheidene Investition in Spezialausrüstung konnte schnell durchgeführt werden und zuverlässig, könnte bei chronischen Modellen wiederholt werden, und konnte in einer großen Anzahl von Tieren verwendet werden. Eine solche Technik Hier berichten wir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="706">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:411px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:144px;">Welch Allyn</td>
			<td align="right" style="width:83px;">21700</td>
			<td style="width:69px;">&#160;$188.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Otoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">71000</td>
			<td>&#160;$112.20</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Reuseable Speculum</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">22002</td>
			<td>&#160;$ 3.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fine Forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>18-779</td>
			<td>&#160;$107.18</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Small clamp stand to hold otoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Optional Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)</td>
			<td>Summit Medical</td>
			<td></td>
			<td align="right">$3,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Flexivent (Animal Ventilator)</td>
			<td>SCIREQ</td>
			<td></td>
			<td align="right">$35,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Intravenous catheter (20 ga x 1 inch)</td>
			<td>BD</td>
			<td align="right">381233</td>
			<td>&#160;$&#160; 9.62</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft</td>
			<td>Intramedic, Clay-Adams</td>
			<td align="right">427401</td>
			<td>&#160;$115.70</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)</td>
			<td>Butler</td>
			<td align="right">23061</td>
			<td>&#160;$10.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Xylazine (100 ml bottle)</td>
			<td>Vedco</td>
			<td align="right">24105</td>
			<td>&#160;$20.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane (250 ml bottle)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>&#160;$15.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">vecuronium bromide 10 mg/10 ml</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NDC 0069-0094-01</td>
			<td align="right">$15.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope

Mäusen, sowohl Wildtyp-und transgenen, sind die wichtigsten Säugetiermodell in der biomedizinischen Forschung aktuell. Intubation und Beatmung sind für ganze Tierversuche, die eine Operation unter Vollnarkose oder tiefe Messungen der Lungenfunktion benötigen notwendig. Tracheotomie, hat den Standard für Intubation der Atemwege in diesen Mäusen die mechanische Belüftung zu ermöglichen. Orotracheale Intubation ist wegen der erheblichen technischen Schwierigkeiten oder eine Anforderung für hoch spezialisierte und teure Ausrüstung wurde berichtet, aber nicht erfolgreich in vielen Studien verwendet. Hier berichten wir über eine Technik der direkten Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum ausgestattet und mit einer 20 G intravenösen Katheter als Endotrachealtubus. Wir haben diese Technik umfassend und zuverlässig zur intubieren und führen eine genaue Beurteilung der Lungenfunktion bei Mäusen. Diese Technik hat sich als sicher erwiesen, im Wesentlichen ohne Tierverlust in erfahrenen Händen. Darüber hinaus ist diese Technikkann für wiederholte Untersuchungen von Mäusen chronische Modelle verwendet werden.

Intubation mit dem obigen Verfahren ist zuverlässig und schnell. Die geeignete Platzierung des Endotrachealtubus ist am einfachsten durch die Beobachtung ausgeatmeten Gas aus dem Blasentaucht Ausatmungsglied verifizierter die des Beatmungskreislauf (in der Regel in einem PEEP-Falle) und negativen Auslenkungen auf einer Atemwegsdruck Verfolgung (Fig. 1). Die negativen Ausschläge auf Atemwegsdruck Verfolgung sind die zuverlässigsten. Andere haben die Bewegung einer kleinen Flüssigkeitströpfchen in intravenösen Schlauch an den exspiratorischen Beatmungsschaltung 2 verbunden verwendet. Obwohl wir diese Technik nicht ausgiebig genutzt, sollte es ausreichen, um Schlauchstelle überprüfen. Ein erfahrener Bediener kann Mäuse mit dieser Methode etwa 90% der Zeit im ersten Durchgang zu intubieren. Für solche, die nicht das Röhrchen sofort entfernt wird, wird das Tier mit Isofluran-Narkose reinduziert, und die Anordnung erneut versucht. Wenn das Tier nach links an das Beatmungskreis im Falle eines ESO verbundenphageal Intubation, wird der Magen allmählich insufflieren Erzeugung hoher Beatmungsdrücke, Hypoxämie und letztlich zum Tod, wenn es keine Intervention. Wenn hohe Beatmungsdrücke werden ohne negative Atemanstrengungen beobachtet, muss das Tier sofort von dem Beatmungsgerät entfernt und extubiert werden. Allerdings, das Entfernen des Tieres, von dem Beatmungsgerät und das Entfernen des Endotrachealtubus leicht umkehren dies. In den letzten 300 Tierstudien erfordern Intubation intubiert ein erfahrener Betreiber 80% mit dem ersten Versuch und mehr als 95% nach dem zweiten Versuch. Alle Tiere wurden nach dem dritten Versuch von erfahrenem Personal intubiert. Die Zeit, um Mäuse zu intubieren bis zu 5 min nach dem präanästhetische, 90-120 Sek. Maus mit Isofluran zu induzieren, und 30 Sekunden zu identifizieren und zu intubieren tatsächlich die Atemwege. Wir haben festgestellt, dass die neuen Auszubildenden sollen lernen, zuerst die Stimmbänder visualisieren. Wenn sie erfolgreich eine vollständige Sicht auf die Stimmbänder zehn Mal demonstrieren, sind sie bereit to Ausbildung beginnen zu intubieren. Sobald Auszubildende haben erfolgreich 10 mal intubiert, wie von negativen Ausschläge auf einem Atemwegsdruck-Tracing in einer spontan atmenden Tier nachgewiesen, sind sie bereit, Studien an Versuchstieren durchzuführen. Allerdings wird ein Video-Training stark die Lernkurve beschleunigen. Nur unerfahrene Bediener veranAtemwegs Trauma durch diese Technik und Todesfälle von Tieren können in dieser Einstellung auftreten, während das Erlernen der Technik. Allerdings ist Verlust von Tieren mit einem erfahrenen Betreiber selten. Dies ist unsere Erfahrung aus mehr als 1.000 Tiere in den letzten 4 Jahren. Eine 20 G-Katheter als Endotrachealtubus in Mäusen verwendet, weil es eine enge Dichtung mit den Atemwegen, so dass genaue Maßnahmen Atemwegsdruck und einen ausreichenden Durchmesser für Maßnahmen von Atemwegswiderstand. Doch mit der PE-Schlauch als Stilett oder Bougie kann der 20 G, leicht und zuverlässiger durch die Stimmbänder übergeben. Das in 1(2,5 cm) Länge des Katheters kann der Schlauch mit der Nabe an der unteren Schneidezähne für die Stabilität gelegt werden, aber ohne dass Trauma der unteren Atemwege oder Intubation der Hauptbronchus Bronchien. Wir verwenden diese Technik, um Messungen der Atemwegswiderstand zu machen, führen Methacholin-Dosis-Wirkungs-Kurven (Abbildung 2), und Druck-Volumen-Verhältnisse in der Lunge (Abbildung 3) zu messen. Für alle diese Messungen müssen die Tiere vollständig gelähmt werden, um brauchbare, genaue Daten zu erhalten. Zu diesem Zweck haben wir Pancuroniumbromid als kostengünstige, nicht depolarisierenden Gelähmten in Nichtrück Experimente verwendet. Allerdings ist pancuronium nicht mehr verfügbar und können nicht auf Tiere, die wiederhergestellt werden soll wegen seiner langen Halbwertszeit verwendet werden. Deshalb haben wir zu Vecuronium (30 min) oder Rocuronium zur Lähmung aufgrund ihrer kürzeren Halbwertszeit umgeschaltet wird, bietet die Möglichkeit, wiederholte Messungen über die Zeit. Andere Forscher haben eingesetztSuccinylcholin als depolarisierende Gelähmten, aber seine Halbwertszeit ist zu kurz für die meisten unserer Experimente. Auch Succinylcholin kann die Freisetzung von Histamin 3 verursachen und daher eine potenzielle Störfaktoren variabel sein. Wir haben auch für die Lieferung von Testsubstanzen in der Lunge auf der Basis einer Technik, die ursprünglich in Ratten durch Hastings 4 angegeben verwendet die direkte Laryngoskopie Technik ausführlich. Die meisten Untersuchungen haben Nasen Einträufeln für die Lieferung von Testsubstanzen auf die unteren Atemwege verwendet werden, da Mäuse sind obligate Nasen Verschnaufpausen und nasale Instillation ist einfach. Allerdings haben wir gefunden, die nasale Instillation Methode unzuverlässig für die quantitative Lieferung sein. Durch die Verwendung der direkten Laryngoskopie Technik, die wir haben festgestellt, dass quantitative Lieferung ist zuverlässiger und Verteilung in der Lunge ist gleichmäßiger. Unser Haupt Nutzung des Direkt Einträufeln Technik war es, die der i-Antigen unteren Atemwege liefernna Modell der allergischen Entzündung (Abbildung 4) und Empfindlichkeit der Atemwege (Abbildung 2). Wir haben auch über diese Methode geliefert anderen Testsubstanzen wie Zytokine und Drogen. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50269/50269fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50269/50269fig1.jpg" /> Abbildung 1. Atemwegsdruck Verfolgung. Die blaue Linie spiegelt die Atemwegsdruck und die rote Linie spiegelt das Atemvolumen Verfolgung in der Maus unmittelbar nach Intubation. Die negativen (nach unten) Auslenkungen des Druckkurve (schwarze Pfeile) zeigen die Erzeugung von negativen intrathorakalen Druck in der Maus (C57BL / 6, 24 g) durch spontane Atemanstrengung und zeigt die richtige Platzierung des Endotrachealtubus. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50269/50269fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um v</a><html> IEW eine größere Version dieser Zahl. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50269/50269fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50269/50269fig2.jpg" /> 2. Atemwegswiderstand und Methacholin-Dosis-Antwort-Kurven. Mäuse (C57BL / 6) durch diese Technik intubiert können Maßnahmen der Atemwegswiderstand und bronchiale Reaktivität mit Verdopplungsdosen von Methacholin über Ultraschallzerstäuber zugezogen. In diesem repräsentativen Beispiel hat ein Kontrolltier eine minimale Reaktion auf 25 mg / ml Ovalbumin und herausgefordert Maus demonstriert hyperresponsiveness Methacholin Methacholin auf. Diese Messungen werden mit Mäusen mit einer 20-G-Katheter intubiert und sind nicht von denen in einem tracheostomierten Maus gemacht. / Files/ftp_upload/50269/50269fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/50269/50269fig3.jpg &quot;/&gt; 3. Druck-Volumen-Kurve. Dies ist ein Vertreter Druck-Volumen-Kurve in einem 20 g-Maus, die mit einer 20-G intravenösen Katheter, mit pancuronium gelähmt wurde intubiert und mechanisch beatmet. Sie zeigt, dass der Katheter nicht auslaufen bis zu 30 cm H 2 O-Druck und kann daher verwendet werden, um genaue Messungen zu Druck-Volumen-Beziehungen in der Maus zu machen. <img alt="Fig. 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50269/50269fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50269/50269fig4.jpg" /> 4. Ovalbumin Modell der allergischen Entzündung. Dies ist ein Vertreter Hämatoxylin und Eosin gefärbt Abschnitt Mauslunge, die immunisiert und mit Ovalbumin hat. Es zeigt die Wirkung von generali Einträufeln von ovalbumin über die direkte Laryngoskopie Verfahren (Vergrößerung 4X) verabreicht.

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Wir haben eine einfache, zuverlässige und relativ kostengünstiges Verfahren zur Intubation bei Mäusen durch direkte Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum entwickelt. Diese Technik ist atraumatisch und für wiederholte Messungen bei chronischen Experimente eingesetzt werden. Wir finden es besser als zuvor berichtet, Tracheostoma oder chirurgischen Techniken.

Intubation bei Mäusen<em&gt; Über</em&gt; Direkte Laryngoskopie Mit einem Otoskop

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

30.9K Aufrufe.  VA San Diego Healthcare System.  Wir haben eine einfache, zuverlässige und relativ kostengünstiges Verfahren zur Intubation bei Mäusen durch direkte Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum entwickelt. Diese Technik ist atraumatisch und für wiederholte Messungen bei chronischen Experimente eingesetzt werden. Wir finden es besser als zuvor berichtet, Tracheostoma oder chirurgischen Techniken. 

Serie: Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small babies will desaturate very quickly if ventilation is interrupted mainly to high metabolic rate. We describe guidelines to perform a safe fiberoptic intubation while maintaining spontaneous breathing throughout the procedure. Steps requiring the use of propofol pump, fentanyl, glycopyrrolate, red rubber catheter, metal insuflation hook, afrin, lubricant and lidocaine spray are shown.

We describe guidelines to perform a safe and efficient elective fiberoptic intubation in pediatric patients while maintaining spontaneous ventilation.

Richtlinien für die Wahlfächer Pediatric Fiberoptische Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

Forschung

Medizin

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

Mittels quantitativer real-time PCR zum Donor Cell Engraftment in einem Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Modell fest

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high molecular weight compounds from the bloodstream and into brain tissue. Some direct delivery success in humans has been achieved via implantation of transcranial catheters; however this method is highly invasive and associated with numerous complications. A less invasive alternative would be to dose the brain through a surgically implanted, semipermeable membrane such as the nasal mucosa that is used to repair skull base defects following endoscopic transnasal tumor removal surgery in humans. Drug transfer though this membrane would effectively bypass the BBB and diffuse directly into the brain and cerebrospinal fluid. Inspired by this approach, a surgical approach in mice was developed that uses a donor septal mucosal membrane engrafted over an extracranial surgical BBB defect. This model has been shown to effectively allow the passage of high molecular weight compounds into the brain. Since numerous drug candidates are incapable of crossing the BBB, this model is valuable for performing preclinical testing of novel therapies for neurological and psychiatric diseases.

A mouse model of human endoscopic skull base reconstruction has been developed that creates a semipermeable interface between the brain and nose using nasal mucosal grafts. This method allows researchers to study delivery to the central nervous system of high molecular weight therapeutics which are otherwise excluded by the blood-brain barrier when administered systemically.

Heterotope Mucosal-Transplantationsverfahren für Direkt Drug Delivery zum Gehirn bei Mäusen

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Sleeve Gastrectomy in Mice using Surgical Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the increased universal phenomenon of type 2 diabetes (T2D) and other metabolic problems. Bariatric surgery, such as SG, is currently one of the most effective and commonly used long-term treatment for obesity and T2D, but the association between them is not completely explored yet. The mechanisms underlying the outcomes seen after bariatric surgery in humans can be investigated based on preclinical animal studies. The SG reduces body weight, glucose levels and many metabolic parameters, and is easy to perform with a low incidence of complications. The goal of this work is to provide a simple method and an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery in animals for researchers.

The prevalence of diabetes and obesity is continuously increasing worldwide. The mechanisms between diabetes, obesity and their associated mortality and co-morbidities need to be further investigated. Here, we present a protocol for sleeve gastrectomy (SG) in animals as an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery.

Ärmel-Gastrektomie bei Mäusen mit chirurgischen Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Blinde Endotrachealintubation bei neonatalen Kaninchen

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research field. Accumulation of drugs in certain organs may give rise to adverse and unwanted effects, depending on the nature of injectate. To minimize spillover and/or accumulation in other tissues, the herein described method directs the formulation into the renal artery bloodstream by inserting a catheter in the infra renal aorta, just below where it branches into the renal artery, resulting in the kidney as first reached organ and distributing of formulation throughout the kidney.
This manuscript provides a detailed description of the method, as well as its challenges and difficulties. It guides the experimenter to become skillful with this type of microsurgery that requires accuracy under sterile conditions. Speed is crucial for minimizing the ischemia and practicing the procedure will increase the chance of successful injections without adverse effects. By modulating the time between injection and reperfusion as well as the injected volume, the risk of spillover to other organs is mitigated. 
Note that this technique is suitable for single dosing strategies.

This manuscript describes a method for targeted delivery to a single kidney via a catheter placed in the infrarenal abdominal aorta in the mouse.

Direkte Medikamentenabgabe an die Niere über die Nierenarterie

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...