Beurteilung der Lebensfähigkeit der Menschen Fat Injektion in Nacktmäusen mit Micro-Computertomographie

Fat grafting is an essential technique for reconstructing soft tissue deficits. However, it remains an unpredictable procedure characterized by variable graft survival. Our goal was to devise a mouse model that utilizes a novel imaging method to compare volume retention between differing techniques of fat graft preparation and delivery.

Fetttransfer ist ein wichtiges Instrument in der Chirurg Rüstzeug für die Behandlung von Weichgewebedefizite im ganzen Körper. Fett ist der ideale Weichgewebe Füllstoff, wie es ist leicht verfügbar, leicht zu erhalten, kostengünstig und von Natur aus biokompatibel. ¹ Doch trotz seiner wachsenden Popularität, wird Fetttransplantation von unvorhersehbaren Ergebnissen und variable Transplantatüberleben behindert, mit veröffentlichten Abscheideraten im Bereich irgendwo von 10 -80%. ^1-3

Um Untersuchungen an Fetttransplantation zu erleichtern, haben wir deshalb entwickelte ein Tiermodell, das für Echtzeitanalyse des eingespritzten Fett Volumenretention ermöglicht. Kurz gesagt, wird ein kleiner Schnitt in der Kopfhaut eines CD-1-Nacktmaus vorgenommen und 200-400 ul verarbeitet lipoaspirate über dem Schädel plaziert. Die Kopfhaut wird als Empfängerstelle wegen seiner Abwesenheit Mutterunterhautfett gewählt und wegen der ausgezeichneten Hintergrund Kontrast von der Schädeldach vorgesehen, die hilftder Analyseprozess. Mikrocomputertomographie (Mikro-CT) verwendet wird, um das Transplantat an der Grundlinie und danach alle zwei Wochen zu scannen. Die CT-Bilder rekonstruiert und eine Imaging-Software wird verwendet, um Transplantatmengen zu quantifizieren.

Traditionell Techniken, um Fetttransplantat Volumen beurteilen haben erforderte euthanizing die Studie Tier nur eine einzige Bewertung des Transplantats Gewicht und Volumen von physikalischen Mess ex vivo liefern. Biochemische und histologische Vergleiche sind ebenfalls erforderlich, die Studie Tier eingeschläfert werden. Diese beschriebenen Abbildungstechnik bietet den Vorteil der Visualisierung und objektiv zu quantifizieren Volumen zu mehreren Zeitpunkten nach der ersten Transplantation, ohne die Studie Tier zu opfern. Die Technik wird durch die Größe des Transplantats in der Lage, wie größere Transplantate Risiko Haut und Fettnekrose injiziert werden begrenzt. Diese Methode hat einen Nutzen für alle Studien, die Fetttransplantat Lebensfähigkeit und Volumenretention. Es ist besonders gut geeignet, um die OEMng eine visuelle Darstellung der Fett-Transplantate und nach Volumenänderungen im Laufe der Zeit.

Soft tissue defects arise from a variety of causes including trauma, tumor resection, aging, and congenital anomaly. They can be debilitating for patients, and represent one of the most common, yet challenging problems for reconstructive surgeons. Many methods exist for addressing soft tissue deficiencies, such as local and free flaps, collagen injections, and synthetic fillers.^4-8 However, since its first documented use by Neuber in 1893¹, autologous fat transfer remains the gold standard for the repair of soft tissue deficits, as it is ready available, easy and safe to harvest, and naturally compatible.^1,2

Despite these advantages, autologous fat grafts suffer from unpredictable and variable survival, with retention rates ranging anywhere from 10-80% over time.^1-3,9 In order to account for this expected loss of volume and symmetry, surgeons must often overcorrect when filling soft tissue defects, or perform multiple follow-up procedures.

Poorly vascularized graft beds are partly to blame for this tissue resorption. Additionally, the lack of a benchmark analysis method to compare graft survival may also contribute to the inconsistency in reported results. A precise method for measuring graft volume would reduce measurement error when evaluating retention rates. This in turn would help researchers more accurately identify the causative factors that affect graft survival. Although many laboratory animal models have facilitated both quantitative and qualitative assessment of human fat graft survival, most are based on histological and biochemical means and require sacrificing the study animal to yield a single measurement.^3,10-12 Little has been reported on the use of imaging techniques to enumerate fat graft volume retention in vivo.

A handful of clinical studies have shown more effective measurement techniques using imaging. Magnetic Resonance Imaging (MRI) was employed by Hörl et al. to measure fat graft survival¹³, and CT was utilized by Har-Shai et al. and Fontdevila et al. in their analyses of volume retention after grafting in patients who suffered from HIV.^14,15 Employing three-dimensional (3D) imaging software, Meier et al. measured volume retention in humans after autologous fat grafting by comparing images from the preoperative and postoperative period.¹⁶

Yet, a standardized method employing imaging to measure fat graft survival is lacking in basic science research. A high resolution imaging approach for assessing the volumes of fat grafts would allow not only for accurate and reproducible volume measurements, but also for repeated measurements allowing visualization of the evolution of fat graft survival in a real time fashion.

HINWEIS: Experimentelle Protokolle und Patientenaufklärung zur Gewinnung von Fett wurden überprüft und von der Stanford University Institutional Review Board (Protokoll # 2188) zugelassen. Alle tierischen Verfahren wurden von der Stanford Administrative Panel on Laboratory Animal Care (APLAC) unter Protocol # 9999 genehmigt. Alle Experimente wurden bei strikter Einhaltung Tier Sicherheit und humane Pflege Leitlinien.

1. Fett Harvesting

1. Mit dem Coleman Verfahren ^17-19, erhalten menschlichen Fettgewebe von den Bauch, Flanken und / oder Oberschenkel Regionen gesunden weiblichen Patienten nach elektiven Fettabsaugung.
2. Um die lipoaspirate für die Transplantation zu bearbeiten, zu beginnen, indem sie das Fett für 30 Minuten absetzen.
3. Lipoaspirate absetzt typischerweise in drei Schichten, mit Öl an der Spitze, Fett in der Mitte, und das Blut am unteren Ende. Absaugen und entsorgen Sie den oberen Ölschicht und die untere Blutschicht.
4. Um die restliche tumesc weiter zu entfernenent Flüssigkeit oder Zelltrümmer, zentrifugieren Sie das Fett für 5 Minuten bei 350 xg und 4 ° C, und saugen Sie den Boden wässrige Schicht.
5. Berechnen Sie die Menge an Fett für die Transplantation benötigt, so dass für 20% Lieferfehler und legen das gewünschte Volumen an Fett zu 50 ml konische (n). Multiplizieren 400 durch die Anzahl der Mäuse in der Studie, um Mikroliter von Fett zur Pfropfung erforderlich erhalten.
6. An diesem Punkt, wenn die Durchführung Zell unterstütztem Fetttransfer ^20,21, Platz Volumen von Fett zum Pfropfen auf Eis. Dann ernten Fettgewebe gewonnene Stromazellen (ASC) aus dem verbleibenden Fett mit dem durch Zuk et al ²² beschriebenen Standardverfahren.

2. Fetttransplantation

1. Erhalten weiblich, homozygot CD-1-Nacktmäusen für die experimentelle Untersuchung. Wählen Sie Mäusen zwischen 8-12 Wochen alt sind.
2. Anästhesie, statt der Maus in eine Zuschlags Box mit 2,5% Isofluran / Sauerstoff-Gemisch für etwa 10 min zu induzieren bei 2 l / min. Bitte beachten Sie, dass die empfohlenen isoflurane Dosis variiert mit Mausstamm.
3. Wenn die Atemfrequenz der Maus hat sich verlangsamt, bestätigen ausreichende Sedierung mit einer Zehe Prise. Anwenden Veterinärschmier ophthalmischen Salbe in beide Augen der Maus.
4. Wenn Maus nicht als Reaktion auf Zehe Prise zurückschrecken, dies bestätigt eine ausreichende Ebene der Anästhesie. Platzieren Sie die Maus die Nase in ein Nasenkonus liefert 2,5% Isofluran / Sauerstoff-Gemisch bei 1-2 l / min. Wenn der Maus fährt von der Zehe Prise, um Zuschlags Box und Retest zurück nach 5 min.
5. Richten Sie sterilen Bereich unter der Maus und dann sterilisieren Kopfhaut mit 2,5% PVP-Jod, gefolgt von 70% Ethanol-Lösung. Diesen Vorgang zweimal wiederholen.
6. Zeigen OP-Abdeckungen über die Maus und achten Sie darauf, sterilen Bereich zu halten. Sterilinstrumenten, Handschuhen und PPE zu allen Zeiten verwendet werden.
7. Wenn Fett Volumen zu pfropfende wurde zuvor auf Eis gestellt, um Fett zu ermöglichen erste RT anzupassen vor der Auslieferung.
8. Hinauszuzögern eine 1 ml Luer-Verschluss-Spritze mit 1 mlFett.
9. Schließen Sie eine 14 G, 8 cm lang Fett Pfropfen Kanüle bis zum Ende der Spritze.
10. Anfangssystem durch Niederdrücken des Spritzenkolbens bis zwischen 200 und 400 & mgr; l von Fett bleibt in der Spritze. Während Niederdrücken des Spritzenkolbens zu bestätigen, dass die Kanüle vollständig mit Fett durch Beobachtung Fett aus dem distalen Kanülenloch gefüllt.
11. Mit einer feinen Pinzette, heben Sie die Rückenhaut in der Mittellinie über der Schwanz-Aspekt des Schädels. Machen Sie ein 1,5 mm in die Haut mit einer feinen Schere geschnitten.
12. Legen Sie eine einzelne 6-0 Nylonnaht durch Mitte der Schnitt, die später verwendet werden, um bringen die Wundränder zusammen nach der Transplantation durchgeführt werden. Binden Sie die Naht.
13. Erstellung einer subkutanen Tasche über den Schädel durch Einführen der Kanüle durch die Inzision und Passieren der Kanüle hin und her in einem fächerförmigen Muster über dem Schädel keine Bindegewebe Anhänge an der darüberliegenden Haut freizugeben.
14. Sobald die Tasche erstellt wurde, positionieren Sie den cAnnula in der Mittellinie der Maus direkt über den Schädel, bis die Spitze liegt am rostralen weitesten Aspekt der Tasche, die sich direkt hinter einer Linie zwischen den Augen gezeichnet werden sollte. (1A)
15. Spritzen Sie das Fett in einer retrograd, voran den Kolben und ziehen Sie die Kanüle zurück. Mit einer Pinzette, bringen die Wundränder zusammen und heben sie bis kein Fett austritt aus der Tasche zu halten.
16. Binden Sie die Naht, die zuvor gesetzt wurde, um sicherzustellen, dass der erste Knoten liegt leicht auf der Haut. Binden Sie drei quadratischen Knoten und schneiden Sie die Naht mit einem 3 mm Schwanz. (1B)
17. Bestätigen Sie mit der Visualisierung und manuelle Palpation, dass die Tasche nicht überfüllt und die Haut über der Tasche ist nicht angespannt. Wenn die Tasche überfüllt wurde, schneiden Sie den Faden und entfernen Sie alle Fett aus der Tasche. Wasche die Tasche mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS), pH 7,4 und erneut injizieren ein kleineres Volumen von Fett.
18. Entfernen Sie von der Maus einnesthesia und auf dem Rücken oder der Seite in einem sauberen Käfig von selbst aus. Überwachen Sie das Tier für regelmäßige Atmung, normale Bewegungen, das Fehlen von Blutungen und Anzeichen von Schmerzen oder Leiden. Verwalten Buprenorphin 0,1 mg / kg subkutan alle 6 Stunden bis zu 48 Stunden, wenn das Tier vor Schmerz.
19. Stellen Sie sicher, dass das Tier sich ausreichend auf Brustlage bevor Sie es unbeaufsichtigt halten geweckt. Stellen Sie keine Tier in einen Käfig mit anderen Tieren, bis er sich vollständig erholt hat.
20. Nach 4 Stunden, zu gewährleisten, dass das Tier in der Lage, essen und trinken, bewegen und normal atmen und dass es keine Blutungen aus der Operationsstelle. Sendet sie der Tierstation.

3. Mikro-CT

1. Scan-Mäuse für Basisvolumen von postoperativen Tag 3 und wiederholen Sie Scans mit postoperativen Wochen 2, 4, 6 und 8.
2. Bei der Abbildung der Mäuse zu jedem Zeitpunkt, zu folgen vor und nach dem Verfahrens Sedierung und Tierpflege-Richtlinien wie zuvor in S skizziertTEPs 2,2-2,4 und von 2,17 bis 2,19.
3. Führen Scans an einem Mikro-CT-Scanners mit einem Rekonstruktions Voxel Größe von 100 um oder besser.
4. Mit einer Spitzenröntgenkilovoltspannung von 80 kVp und einem Anodenstrom von 450 uA, zu verwalten eine Ration Dosis von etwa 5 centiGy während einer 9 min Scan an jede Maus. Bitte beachten Sie diese Werte in Abhängigkeit von der Scan-Protokoll variieren.
5. Vor der Durchführung des ersten Zyklus zu kalibrieren Mikro-CT mit einem bildgebenden Phantom, das zwischen Luft, Wasser und Knochenstärke auszeichnet.
6. Zeigen vier Mäuse in Scanner in der Bauchlage mit zwei Mäusen auf der Oberseite und zwei auf der Unterseite. Ein Scanbett kann leicht unter Verwendung von 60 ml Spritzen, um die Maus Körper und 10 ml Spritzen als Bugspitzen halten gebaut werden. ²³
7. Pflegen Mäuse unter Anästhesie mit 2,5% Isofluran / Sauerstoff-Gemisch bei 1-2 l pro min.
8. Bild Scout mit sicher, dass der gesamte Schädel der Maus, von der Nase zum ersten Halswirbel und von der Oberseite des Schädels auf Basis skull, abgebildet wird.

4. Mikro-CT-Analyse

1. Öffnen Sie die rekonstruierten Bilder mit einem Mikro-CT-Bildanalyse-Software, die die Erstellung von Regions of Interest erlaubt (ROI) durch Auswahl Voxel mit Schwellenwerten für Pixelintensität. Software ermöglicht auch Erstellung von 3D-Oberflächen durch die Interpolation der ausgewählten Voxel und für Volumenanalyse.
2. Beginnen Sie mit dem Laden der rekonstruierten CT-Bilder in zweidimensionalen (2D) koronalen, axiale und sagittale Ansichten. (2A)
3. Mit der axialen Schicht als Leitfaden, navigieren Sie zum Sagittalscheibe, die auf der äußersten linken Aspekt der Fetttransplantat entspricht. Wählen Sie eine obere und untere Schwelle für Pixel-Intensität, die alle Voxel, die der Fetttransplantat erfasst, sondern dass das umliegende Gewebe und Knochen ausschließt. (2B)
4. Definieren Sie eine ROI in der sagittalen Ansicht, die zur Fetttransplantat mit zuvor definierten Pixelintensitätsschwellen entspricht. REPEAT diesen Vorgang bei jedem fünften Sagittalscheibe, navigieren, bis die am weitesten rechts Aspekt des Transplantats erreicht ist. (2C)
5. Interpolieren ausgewählten Voxel aus allen 2D-ROIs in einem einzigen, kombinierten 3D-ROI. (2D)
6. Record ROI Volumens durch die Software berechnet.
7. Rendern Sie die 3D-Isofläche um den endgültigen Fetttransplantat Volumen zu visualisieren. (2E)
8. In weiteren Analysen, lesen Sie die Pixelintensität maximale und minimale Grenzwerte dieselbe wie die für die Analyse der Ausgangssituation verwendet zu halten.

5. Fett Ernte

1. Nach Mäusen haben für die Woche 8 ^24,25 Zeitpunkt gescannt wurden, betäuben die Mäuse wie bereits oben in den Schritten von 2,2 bis 2,4 und 2,17 bis 2,19 beschrieben.
2. Nach APLAC Richtlinien, einschläfern die Mäuse durch ihre Wirbelsäule trennt.
3. Zeigen Maus im operativen Bereich. Mit Tenotomie Schere, öffnen Sie vorsichtig die Tasche und sezieren ter darüber liegende Haut und Bindegewebe Anhänge aus der Fetttransplantat.
4. An diesem Punkt kann es helfen, einen Patch der darüber liegenden Rückenhaut herausschneiden, um bei der Extraktion des Transplantats zu erleichtern. (3A)
5. Leicht zu halten Traktion auf das Transplantat mit einer Zange und drehen Transplantat von Seite zu Seite, um aufeinanderfolgende Punkte der Spannung, die mit einer Schere gelöst werden müssen visualisieren.
6. Bleiben, da in der Nähe des Transplantats wie möglich, wenn das Ausschneiden, das Bindegewebe mit dem Transplantat entnommen minimieren. (Figur 3B)
7. Nach dem Herausschneiden Transplantat, messen Masse auf eine austarierte Waage, die genau auf mindestens 0,01 Gramm ist.
8. Berechne das Volumen des Fettes Transplantat unter Verwendung der gemessenen Massenwertes und der durchschnittlichen Dichte von menschlichem Fett (0,9 g / ml) als Umwandlungsrate.
9. Vergleichen berechnete Volumen von Fetttransplantat an, dass mit Mikro-CT erhalten.
10. Fett-Transplantate können für die Histologie oder weiteren Analyse bei Bedarf bearbeitet werden.

Fat Transplantate schrittweise verringert Volumen im Laufe der Studie, was 62,2% durchschnittliche Überlebenszeit von Woche 8 (4A) ²⁴ Bei der Vollendung der Woche 8 Scan wurde jede Fetttransplantat in einem Stück extrahiert. Ein Wilcoxan Rangsummentest wurde verwendet, um den Unterschied zwischen Volumenmessungen von beiden Mikro-CT-bezogen oder von physischen Massen berechnet Fetttransplantate zu vergleichen. Kein signifikanter Unterschied zwischen diesen beiden Methoden (beidseitiger p -Wert = 0,9362) gefunden. (4B)

Mit 5 centiGy pro Abtastung und fünf Scanzeitpunkten erhielt jede Maus nicht mehr als insgesamt 25 centiGy über den Verlauf der Studie. In Übereinstimmung damit keiner der Mäuse zeigten keine grobe Hinweise auf Hautstrahlungsverbrennungen.

Abbildung 1 (A) A 14 G-Kanüle an einer 1 ml-Spritze, in der Mittellinie und am weitesten rostral Aspekt der Tasche vor dem Beginn der Fettinjektion positioniert. (B) Nacktmäusen nach erfolgter Fetttransplantation, mit einer einzelnen Nylonfaden verwendet, um Wunden zu bringen Ränder zusammen. Die Tasche gefüllt worden ist, aber nicht angespannt.

Abbildung 2. (A) Die rekonstruierten Bilder zunächst in axial, koronal und sagittal Ansichten angezeigt. (B) Mit der axiale Ansicht als Leitfaden für die nach links Aspekt des Transplantats auf Sagittalansicht navigieren. Wenn ein Schwellenwert für Pixelintensität, so dass alle Voxel innerhalb des Schwellenbereichs ausgewählt wird Fettgewebe darstellen, so ermöglichen die Abgrenzung des Fetttransplantat Volumen. (C) ROIs auf Sagittalansicht beginnend am linken Aspekt des Transplantats definiert und weiter jey fünften Scheibe bewegt, um das andere Ende des Transplantats. (D) Alle ausgewählten Voxel aus 2D-ROIs in einem einzigen 3D-ROI interpoliert. (E) Eine dreidimensionale Oberfläche wurde mit kubisch-Spline-Interpolation, um die Gesamtfetttransplantat Mengen visualisieren erstellt .

Abbildung 3. (A) Fetttransplantat vor Explantation, mit Rücken Stück Haut entfernt wird. (B) Fetttransplantat nach Explantation.

Abbildung 4 (A) Mikro-CT Volumenanalyse zeigte allmählichen Verlust der Fetttransplantat Volumen über acht Wochen. (B) Schlussfetttransplantat Mengen, wie Mikro-CT gemessen, entsprach in engem Zusammenhang mit den Massen explantierter Fetttransplantat berechneten Voluminas. Die durchschnittliche Dichte der Menschenfett (0,9 g / ml) wurde als eine Umwandlungsrate verwendet.

Tabelle 1 Berechnete Mikro-CT Volume und tatsächliche Mess Fat Band ²⁴

Bis zu diesem Zeitpunkt haben die meisten Forscher auf nicht-bildgebenden Verfahren geltend gemacht, um die langfristige Überleben von Fett Transplantate zu quantifizieren, aber diese Methoden das Opfer der Studie Tier-und ergeben nur eine einzelne Messung. ^3,10-12 Unsere Studie stellt eine verbesserte Analyseverfahren, die objektiv, Echtzeitquantifizierungs Fett Transplantatüberlebens in einem Maus-Modell ermöglicht.

Kritisch bei diesem Verfahren sicherzustellen, dass ausreichend immunsupprimierten Mäusen für die Untersuchung verwendet, da dies verhindert, dass der Transplantatabstoßung, die auftreten würden, wenn Mäusen mit intaktem Immunsystem verwendet werden. Erhaltung Fett Integrität ist während der Ernte, Verarbeitung und Platzierung Phasen der Transplantation entscheidend. Gemäß traditionell akzeptierten Standards sollte Fett zur Pfropfung durch Absaugen Liposuktion (SAL) erhalten werden. Während der Platzierung sollte Fett bei einer konstanten Fließgeschwindigkeit nicht schneller als 0,5 ml / s injiziert werden. Eine 14-Gauge-Kanüle zum Pfropfen i bevorzugtna Maus, aber mit größerem Durchmesser Kanülen kann ohne Verletzung der Fett verwendet werden. Kleinere Kanülen und Nadeln, besonders die schmaler als 16 Gauge-werden während der Platzierung abgeraten, da sie das Fett zum Zusammenbruch aufgrund der erhöhten Scherbelastung verursachen. Obwohl wir beschreiben unsere bevorzugte Technik zur Verarbeitung von oben, eine beliebige Kombination von Sedimentation, Zentrifugation und / oder Filtration kann, solange die Öl und Blut Schichten ausreichend aus dem Fett vor dem Pfropfen getrennt verwendet werden.

Fetttransplantate sollte mindestens 200 & mgr; an Größe, um die Varianz der Ergebnisse minimieren, das aufgrund der unzuverlässigen Natur von Fetttransplantation sein. Größere Transplantate bis zu 400 & mgr; l in der Größe verwendet werden, sondern vor diesem Band kann gestörte Gefäßversorgung und übermäßige Hautspannung in Fett und Haut Nekrose führen. Letztlich wird maximale Fetttransplantat Größe von Oberfläche und Volumen der Tasche bestimmt werden. Um die Lautstärke eines Transplantats, die sicher abgegeben werden können zu erhöhen, die pocket kann durch weitergehende Zerlegung ausgebaut werden. Dies kann jedoch Fett über die Grenzen der Oberseite des Schädels, die den Kontrast zwischen dem Transplantat und dem umliegenden Gewebe weniger klar machen zu platzieren. Daher werden nachfolgende Voxel Auswahl schwieriger geworden.

Wenn anfänglichen Hautschnitt ist klein genug, kann eine Naht nicht benötigt werden, solange Fett bleibt enthalten und wird nicht gesehen undicht aus der Tasche. Wenn eine Naht gelegt wird, muss darauf geachtet werden, dass der erste Knoten zu fest zu binden, sonst können Hautschäden auftreten. Ein nicht-absorbierbare Monofilament-Nahtmaterial wie Nylon ist bevorzugt, da sie die entzündliche Reaktion begrenzt und es weniger wahrscheinlich ist, um eine Infektion bergen. Reepithelisierung des Einschnitts wird innerhalb 24 bis 48 Stunden nach der Operation auf, und die Naht kann zu diesem Zeitpunkt entfernt werden. Resorbierbaren und geflochtenen Nahtmaterialien nicht verwendet werden sollte. Die Haut sollte immer mit der geringsten erforderlichen Kraft gehandhabt werden kann, und der Chirurg sollte darauf achten, nicht die Haut zu zerquetschenbeim Halten Wundränder.

Je nach Bildanalyse-Software der Ermittler kann die genaue Beziehung zwischen Pixelintensität und der Dichte des Gewebes schwanken. Die Ermittler sollten Pixelintensitätsschwellen wählen, um eine maximale und minimale Bereich, der am genauesten unterscheidet das Fetttransplantat aus dem umgebenden Gewebe zu erhalten. Die gleiche maximale und minimale Grenzwerte verwendet werden während der ganzen Band analysiert, um die Konsistenz zu erhalten.

Es gibt mehrere Methoden, um Transplantatvolumen einmal Pixelintensität Schwellenwerte festgelegt wurden zu wählen. Obwohl wir finden Malen mit einem Pinsel-Werkzeug in der sagittalen Ansicht am besten in unsere Hände, um andere Voxel Auswahlmethoden erstellen eine ROI als Zeichnung mit dem Spline-Werkzeug oder Malerei in axialer Ansicht verwendet werden, so. Es ist zu bevorzugen, wenn eine einzelne Person führt alle Volumenanalysen so konsequent wie möglich, um Messfehler zu reduzieren.

Die nicht-invasive Natur dieses Verfahrens und die Echtzeit-Visualisierung von Transplantat Evolution bieten erhebliche Vorteile gegenüber herkömmlichen Verfahren. Jedoch ist dieses Verfahren in seiner Fähigkeit, die Lebensfähigkeit und die Gesundheit der Rest Transplantate identifizieren beschränkt. Darüber hinaus kann es in Bezug Revaskularisierung der Transplantate nicht nachweisen. Obwohl Veränderungen im Aussehen und Pfropfdichte kann Fettgewebsnekrosen, Infektionen, Zysten oder Verflüssigung andeuten, ist es schwierig, genaue Schlüsse aus Mikro-CT allein ziehen.

Wir hoffen, dass diese Technik als Grundlage, auf der zukünftige Studien durchgeführt, um die ursächlichen Faktoren in Fetttransplantatüberleben und den Verlust besser zu verstehen, werden dienen. Variationen dieses Themas kann die Rolle, die Zellen, Wachstumsfaktoren, Cytokine, Gene stammen aufzuklären und Zelloberflächenmarker in der ultimativen Erhaltung der Fetttransplantat Lautstärke. Mit dieser verbesserten Tool zu testen, kontras Hypothesen, freuen wir uns auf ein besseres Verständnis der Fetttransfer, der Traforms eine launische Methode zur Behandlung von Weichgewebedefizite in eine besser vorhersehbare ein.

None of the authors have any competing financial interest to report.

Diese Studie wurde von der Oak Foundation, der Hagey Labor für Pädiatrische Regenerative Medizin und der National Institute of Health, Grants NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 und NIHU01HL099776 zu MTLDCW unterstützt wurde von der ACS Franklin H. Martin Fakultät Forschungsstipendium, das Hagey unterstützt Labor für Pädiatrische Regenerative Medizin und der Stanford University Child Health Research Institute Fakultät Scholar Award. Mikro-CT wurde an der Stanford Center for Innovation in In-vivo-Imaging durchgeführt.