股动脉和静脉导管采血，药品监督管理局和意识的血压和心率测量

在大鼠血管慢性导尿往往需要物质的管理，获得过一段时间，或直接意识的血压测量血液样本。自觉动物血压的大鼠和相应的测量股动脉插管将被证明。

在多个研究领域，获得在实验室研究中的循环系统是必要的。药理研究大鼠长期植入导管允许研究员，有效地和人道管理的物质，进行反复血液样本，并在有意识的直接测量血压和心率助攻。一旦被植入导管的长期采样是可能的。通畅，导管的使用寿命取决于多种因素，包括使用锁的解决方案，冲洗疗法和导管材料。此影片将展示大鼠股动脉和静脉导管插入术的方法。此外，影片将展示使用的股静脉和血液样本，药品管理和使用中有意识地自由移动大鼠血压和心率的测量动脉导管动脉导管。系绳和线束连接到一个旋转系统将使动物是何使用，并已采取样品，以最小的中断动物研究员。为了保持导管通畅，小心的导管日常维护需要使用锁解决方案（100 U / ml的肝素生理盐水），机地面先端钝的注射器针头和注射器过滤器的使用，以尽量减少潜在的污染。小心无菌外科技术，正确的导管材料和细致的导管维护技术，有可能持续很长一段时间（数周）专利导管和健康的动物。

1。外科手术开始之前

注：开始前的任何动物的程序，确保您获得适当的权限，通过您的机构/组织。至于与所有的生存手术，确保手术是在无菌条件下进行适当的止痛药和抗生素的需要，是取得成功的结果。

1. 开始前导尿过程评估导管，用无菌生理盐水冲洗，以确保他们的专利。
2. 麻醉大鼠。
3. 准备手术过程中的老鼠。
   1. 剃须从手术区域，其中包括颈后（肩胛骨之间）和内部腿部地区的皮毛。
   2. 分别使用优碘和70％乙醇擦洗，擦洗剃光手术开始在中心和一个圆形扫向外地区。重复每个地区3次，最后用70％乙醇清洗与整理。
   3. 放置在无菌的表面和地方无菌手术区悬垂动物。 （新闻- N -密封的使用是一种理想的手术的悬垂性，使研究者监控整个过程中的动物。）
4. 确保手术过程所有的手术工具已经消毒。

2。导管置入手术区的准备工作

1. 大鼠铺设容易发生它的肚子上，约一个半英寸（12毫米）的水平切口颈部背部肩胛骨用剪刀或手术刀，然后钝性解剖皮下的“口袋”的水平上回约四分之一大小。这将作为一个区域用来放置少量的油管，将动物的生长和/或运动补偿，即导管不拉和从动脉从而删除，这是地方ð英寸（或者这一步，可以立即执行之前，隧道导管。）
2. 其背面（仰卧位）放置到大鼠和后腿自然的角度，在腹股沟区[近似半英寸（12毫米）切口沿切口。
3. 钝性解剖单独的结缔组织（图1）（可以使用钝尖的剪刀，止血，棉签等）（通常在45度角钝尖剪刀和/或棉签，这确保了更容易的本地化感兴趣的区域，直到股动脉和静脉）暴露。
   1. 静脉色暗红，动脉比静脉更清晰和明亮。运行的神经沿动脉音发白。
4. 钝性解剖的腿部地区沿腿部内侧的皮肤下面一个小的开放的地区（即口袋，约四分之一大小的一小部分的cathete安置）R（再考虑到动物运动和动物如果长期放置增长）。
5. 放入切口区的拉钩，使您可以完全查看动脉和静脉。
6. 使用精尖镊子轻轻分开沿着股动脉，离动脉和静脉的神经（颜色发白）。 （图2）注意不要切断或损伤神经。
7. 单独作为一个单元的动脉和静脉，试图揭露约¼英寸（5-7毫米）的动脉/静脉的长度部分。
8. 重复的过程，在分离的动脉，静脉。保持你的手术器械（即精尖钳）垂直的船只和独立并行的船只。这将有助于避免流泪，刺痛或损坏的船只。通过精尖镊子轻轻放在从下面缓缓开口钳和重复此之间的动脉和静脉，你会慢慢分开的船只。注意：如果你撕裂或观察一些出血使用无菌棉签和/或2 × 2纱布，放置在该地区的压力，直到出血停止，然后继续手术。

3。隧道导管

1. 在切口放置无菌生理盐水浸泡2 × 2纱布，并打开了动物它的肚子。
2. 以前和引导下来回的臀部的皮下钳[确保止血提示指出，（对脊柱不回的切口放入罗切斯特Pean钳（长直钳） ），以避免伤及脊髓]。大约在打开髋部地区对在腿区域的切口止血钳尖端和推动尖端的止血准备腿部切口。
3. 轻轻抓住导管钳（而不是将插入到动脉/静脉完）年底，轻轻一拉，作出腔导管并最终出颈部切口。
4. 将适当的钝尖的注射器20 U / ml肝素/生理盐水填充各自的导管年底和填补与肝素/生理盐水的导管（确保没有气泡）。再次检查导管专利和无损伤导管。将注射器连接导管线年底，以确保没有空气进入导管线和再次转入大鼠背部。

4。股静脉和动脉插入导管（图3）

1. 股静脉下放置一个折叠一块无菌4.0丝/线程，然后削减丝绸折叠结束。现在有两件丝绸下静脉。或者，单独下静脉放置2件4.0丝绸。
2. 你下静脉放置，丝绸一块对腿（末端）和其他对身体分开。 T宽松结扎即最接近身体的一侧，然后用小止血，把握丝绸和拉教，但不要拧紧结。拉丝绸等，尽可能对腿（末端），并配合成三结，把握小止血的丝绸和拉教。这种方法将允许静脉充满血液，使其更容易使切口插入导管（步骤4）的要求。
3. 放置1-2上滴利多卡因静脉。
4. 使用的万纳微解剖剪刀，做一个小切口静脉约¼通过，并在45度角。
5. 放入切口，用另一双钳细尖镊子（45钳）;仔细饲料中的静脉导管。轻轻打开放入静脉，因为这将允许研究者轻轻置于钳和静脉的静脉导管钳。
6. 当完全插入导管（欧普罗X. 6-7厘米）（导管时，一个标记是放置导管，以协助确定完全插入导管时，外科医生）（这个地方在腹部下腔静脉的静脉导管），拧紧前周围静脉结扎和导管，追平了三重结（确保它不阻断静脉）。用丝线缝合（后壁结扎）附近的腿再次安全的导管（三结），并确保安置。慢慢拉回注射器，直到有一点点的血液在导管中，这有助于确保缝合海里，不会太紧，导管功能可见。检查后，按下柱塞，直至血液不再是可见导管。
   注意：它是可能的2导管插入股静脉，如果需要的话。
7. 重复步骤9-13放置股动脉导管有以下例外：
   1. 铁腿（后）的丝绸最近三重结和拉头GHT前前导管置入的切口搭售身体（前）附近的松散结扎。这将允许动脉，以填补与血液更容易削减。确保教之前削减动脉闭塞动脉近端缝合拉。切时，这将避免失血。
   2. 插入动脉导管从股动脉约5厘米（这个地方在腹主动脉导管）。
   3. 确保导管缝合时，确保不缝合过紧夹闭导管。

5。手术总结

1. 做一个毛钱季度导管和腿部内侧的地方（循环应符合钝性解剖早期的区域）的大小循环。后放置两个导管，安全与1-2 5.0到肌肉层的手术缝合针。
2. 4.0非连续sutur Ethilon关闭切口ES。
3. 转入其胃大鼠，并在一季度和解剖在后面的口袋大小的导管的另一循环。关闭与缝合切口。
4. 使用vetbond下降，争取在后面的导管。
5. 背部切口附近的填充止血钳的导管和注射器从两端删除。
6. 适合系绳式外套的大鼠，第导管（保持肝素锁），并取出填充止血。

- 导管生理盐水溶液与20 U / ml肝素/生理盐水取代长期维护。

6。导管的维护（无菌手套应戴在程序）

1. 填充钳钳导管。
2. 取下导管插头。
3. 锁定导管的解决方案将一个钝尖注射器。
4. 松开镊子。
5. 填充导管锁解决方案（体积预先DETErmined - 通常是0.3毫升）。
6. 同时冲洗，以防止任何的血液回流到导管尖端，并取下注射器，导管钳的。
7. 更换导管堵塞。
8. 松开镊子，轻轻一推插头，以确保没有血液在导管尖端轻微。

7。采血（无菌手套应戴在程序）

填充钳钳导管。

1. 取下导管插头。
2. 慢慢地退出锁解决方案，采用尖钝的注射器和丢弃。
3. 将采样注射器，导管，慢慢撤回样品。
4. 锁解决方案填充钳钳将导管和注射器到导管，重新填写导管与锁定的解决方案。
5. 夹紧导管，而再填充导管的解决方案。
6. 重新插入导管堵塞。
7. 取出填充镊子轻轻推吨他进一步轻微堵塞。

8。药物输注

1. 填充钳钳导管。
2. 取下导管插头。
3. 慢慢地退出锁解决方案，采用尖钝的注射器和丢弃。
4. 导管将药物填充注射器注入到动物的实质。
   • 可以使用3路阀，以及一个中间，如果需要多次注射，因此需要到动物少输液。
   • 还可以附加一个恒定的输液注射泵用连续输液的无菌过滤。
5. 钳填充钳和锁定的解决方案上导管和注射器重新填写导管锁解决方案。
6. 夹紧导管，而再填充导管的解决方案。
7. 重新插入导管堵塞。
8. 取出填充镊子，轻轻一推进一步轻微堵塞。

1. 填充钳钳动脉导管，取下导管堵塞。
2. 将压力传感器的动脉线。
3. 按照血压集合使用软件的制造指示。
4. 血压监测期结束，使用填充镊子夹住导管，断开传感器的。
5. 锁溶液冲洗导管和更换导管堵塞，如上所述。

10。代表性的成果

一个有代表性的血压测量是从有意识的自由活动的动物，并在图4。进入股静脉行，血压升高，去氧肾上腺素（3微克/公斤，四），一个α1肾上腺素受体激动剂，管理，同时测量血压从股动脉行。酚妥拉明（4毫克/千克，IV），非选择性α-肾上腺素受体拮抗剂，当时管理，降低血压。

图1。钝性分离组织。随着大鼠在他的背上，你将有后腿的角度大约一个半英寸（12毫米）切口，用钝的剪刀或止血，钝性解剖的结缔组织，暴露股动脉和静脉。

图2分离股动脉，静脉和结缔组织。

图3。导管的位置。使用万纳微解剖剪刀放置一个小切口约¼的方式通过船只在45度角（顶部）和细尖镊子放入第船只（中）Ë切口，并使用另一双钳送入导管。最后，缝合完成导管的位置后，导管到位（下）。

图4。代表性的血压测量，从有意识的自由活动的动物。

动脉和静脉插管在历史上被用于急性和慢性监测血压，血液样本，并提供物质在大鼠实验动物^模型 1-4 。这些手术的检测仪器的一个主要好处是，它允许监控程序，包括血液样本，药品监督管理和血压监测，要进行最少的干扰和/ ^或动物的压力1。许多研究者的书面协议，并有具体的方法，他们的实验室进行外科^手术 5-8 。视频和插图，证明我们的实验室已经发现关于股动脉和静脉插管过程中取得成功。

大鼠在实验室中常用的多种科学的研究由于其体积小，方便处理。有几个地点是其中的一种慢性导管可以放置在一个动物，包括颈内静脉，腹主动脉，颈动脉和股动脉，仅举几例。大鼠股骨的位置慢性导管检查结果和导管通畅的长度增加了术前动物体重比其他导管^位置 9最快的恢复。

许多研究者使用留置导管对急性以及慢性血液抽样^1-5,11-13。在许多研究中多个血液提请需要一种动物和外部插管/导尿是一个方法，由于它的非创伤性的性质是有利的;此外，它可以做到，而动物是有意识的，因而是不麻醉药的影响有限的动物，也可以自由移动的^1,10。最好的方法获得的血液样本，并测量在啮齿类动物的应激激素一直^争论 6,13 。对于药代动力学studiES，研究动物插管允许以最少的克制的反复血液样本时使用一个长期植入的导管系统。此外，有研究表明在自由活动大鼠颈静脉导管相比，动物被处理（30秒）或限制（5分钟^）14血浆中肾上腺素，去甲肾上腺素和多巴胺的减少基底浓度。辨别应力增加一个额外的方法是通过测量血浆皮质酮水平。此前有人建议，甚至三到四个手术的恢复时间天¹⁵在慢性空心大鼠血浆皮质酮水平升高。然而，在最近的改进方法，已确定^有 16 uncannulated大鼠基线空心大鼠颈静脉血浆皮质酮水平相比没有差异。此外，皮质酮分析方法高效液相色谱法还透露，corticoster之一应激水平升高;然而，稳定后，颈静脉导管插入术^16。

额外使用的慢性导尿是在啮齿类动物的血压和心率的测量。有多种方法，是用来测量在大鼠血压和心脏率，这些包括非侵入性的尾套方法，无线电遥测程序和直接留置导尿管。每种方法都有其优点和缺点，这是其他出版物中详细描述。留置充满液体的导管可以被植入到大鼠内的多个动脉。股动脉，但这项措施可以使用一条动脉。对于血压/心率措施，导管末端连接到一个经过校准的压力传感器。该导管可以被安置在一个受保护的弹簧连接到一个旋转，允许自由流动的动物，或连接到一个按钮surgically植入动物。留置导尿管的优势，最大限度地减少对动物^17,18的长期紧张。此外，材料便宜，校准压力的措施和持续的长期措施很^容易 ，可众多19周的压力比较低的情况下取得的。我们将是失职，如果我们没有提到，这项技术也有缺点，包括的，它是外科微创技术，维护的导管必须保持通畅，损害动脉导管植入仅举几例的感染潜力。

对于慢性血压长期植入动脉导管直接录音措施在技术上具有挑战性的，但更准确，更可以做到不扰民的动物不断。尾袖带测量精确度较差，但他们并不需要手术治疗，也可重复编辑。尾袖方法确实需要处理以及动物的尾巴血管扩张，以方便检测的脉冲²⁰加热。处理和热应激可影响血压测量，因此不能提供真正准确的措施。此外，非直接的尾巴袖套法不允许轻松的同时进行血液抽样或药品监督管理局。

一个额外的直接测量方法，通过它可以实现用遥测方法。遥测血压（和其他措施）的高品质的录音可以连续长时间意识的动物自由活动的时间，不加节制或^麻醉剂18。然而，遥测设备非常昂贵，而理想。当比较到遥测，导尿的好处包括：“设置”下降和运营成本，能够随时管理药品和容易清醒自由活动的动物的血液样本。该administrat离子药物和物质，并从取得的研究动物血液样本，可以做微创令人不安的动物，从而减少动物的压力，并允许一个更准确的测量。

生产和免费访问这个视频文章是由ADInstruments赞助。

作者要感谢安德鲁博士王，博士和“卡特里娜”国王的插图的贡献。国立卫生研究院授予：R00HL087927。